• ISSN 1008-505X
  • CN 11-3996/S

留言板

尊敬的读者、作者、审稿人, 关于本刊的投稿、审稿、编辑和出版的任何问题, 您可以本页添加留言。我们将尽快给您答复。谢谢您的支持!

姓名
邮箱
手机号码
标题
留言内容
验证码

盐胁迫下添加外源硅可有效提高水稻抗氧化酶活性与钠钾平衡相关基因的表达

闫国超 樊小平 谭礼 尹昌 梁永超

引用本文:
Citation:

盐胁迫下添加外源硅可有效提高水稻抗氧化酶活性与钠钾平衡相关基因的表达

Exogenous silicon effectively enhances salt stress resistance of rice by upregulating antioxidant enzymes activities and expression of genes related to Na/K homeostasis

  • 摘要:   【目的】  盐胁迫是世界上影响最大的非生物胁迫之一,添加外源硅可以有效地提高植物对盐胁迫的抗性。通过水培实验,测定分析硅对盐胁迫下水稻生长、光合系统、钠钾含量、抗氧化酶活性和钠钾平衡关键基因表达量的影响,以探索硅缓解水稻盐胁迫的机制。  【方法】  供试材料为日本晴水稻 (OryzasativaL. cv. Nipponbare),设置NaCl 0 (CK)、50 (Na1) 和100 mmol/L (Na2) 3个盐胁迫浓度与Na2SiO3 0 (Si0)、0.5 (Si1) 和1.5 mmol/L (Si2) 3个硅浓度,共9个处理。处理5天后,测定水稻生长、光合与蒸腾速率、氧化伤害、钠钾含量。结果表明,在100 mmol/L NaCl与1.5 mmol/L硅处理下,硅盐互作效果最显著,据此进一步测定了该处理下水稻的抗氧化酶活性与钠钾转运关键基因表达量。  【结果】  盐胁迫显著降低了水稻地上部与地下部的长度与干重,同时显著降低了光合速率、蒸腾速率和叶绿素含量,并引起了显著的丙二醛积累。盐胁迫下,外源硅显著增加了水稻地上部高度与干重,但对地下部长度与干重无显著影响;盐胁迫下添加硅显著提高了叶片光合速率和叶绿素含量,显著降低了丙二醛含量,但对蒸腾速率无显著影响。盐胁迫在地上部与地下部均引起了显著的钠含量上升与钾含量下降,盐胁迫下添加外源硅显著降低了地上部钠含量,但是对钾含量没有显著影响,并且硅对根系钠钾含量均无显著影响。总体而言,100 mmol/L NaCl处理在水稻中造成的生长抑制、氧化伤害与钠钾失衡等胁迫伤害比50 mmol/L NaCl处理更为严重,而添加1.5 mmol/L的硅对盐胁迫的缓解效果优于添加0.5 mmol/L的硅。在100 mmol/L NaCl处理下,添加1.5 mmol/L的硅显著提高了SOD、CAT、APX的活性,但是对POD的活性无显著影响;同时,添加1.5 mmol/L硅显著提高了盐胁迫下水稻钾吸收基因 (OsHAK1OsHAK7OsHAK11OsHAK12)、钠外排基因 (OsSOS1) 与钠区隔化基因 (OsNHX1OsNHX3OsNHX5) 的表达。  【结论】  营养液中1.5 mmol/L的硅比0.5 mmol/L的硅对盐胁迫下水稻的生长、光合系统和离子平衡调控效果更好,能更有效地缓解水稻盐胁迫。硅可以通过调控SOD、CAT、APX等抗氧化酶活性与钾吸收、钠外排和钠区隔化等钠钾平衡关键基因的表达,从而缓解水稻盐胁迫。
  • 图 1  添加外源硅后盐胁迫水稻叶片中的抗氧化酶活性

    Figure 1.  Activities of antioxidant enzymes in rice leaves under salt stress and exogenous Si addition

    图 2  添加外源硅后盐胁迫水稻钠钾平衡关键基因的表达

    Figure 2.  Expression of genes related to Na/K homeostasis in rice under salt stress and exogenous Si addition

    表 1  引物序列与相关信息

    Table 1.  Sequences and related information of primers used in this study

    基因名引物序列 (5′-3′)
    OsHAK1[24]F:GTTGATGATGCTGATGTTGGAAG
    R:CCAACACTTTCAGCTGAAAC
    OsHAK7[24]F:TGAATCTTCTGTTGGTCATCCTCA
    R:CTCGGCAACTACATTACATG
    OsHAK11[24]F:GTGTAGGAGTAGGGCTCCATG
    R:GATCCATTCATTTGTCATATGC
    OsHAK12[24]F:GTTTCTGATTCAGAGAGTGAGCAG
    R:CTACAGCATCATTTCATACTGACAG
    OsSOS1[25]F:CTGGGCCTTGCTTTTGGAAT
    R:ATTCCCAGTGTCATGACGGT
    OsNHX1[25]F:CATTGATCAGGCTGCTGCTA
    R:CTTGCATGCTTGTCAGGAGA
    OsNHX3[25]F:ACCGGTGGGTCAATGAATCC
    R:CCACCACTGACGAGCAGAAT
    OsNHX5[25]F:TCACTGCCCTTGACAGGAAC
    R:GTCAGGTGGCAACTCATCCA
    OsActin[26]F:TTATGGTTGGGATGGGACA
    R:AGCACGGCTTGAATAGCG
    下载: 导出CSV

    表 2  不同硅添加浓度对盐胁迫下水稻生长、光合系统和氧化伤害的影响

    Table 2.  Effects of different levels of Si added on growth,photosynthesis system and oxidative damage in rice under salt stress

    指标IndexCKNa1Na2
    Si0Si1Si2 Si0Si1Si2 Si0Si1Si2
    地上部高度 (mm)
    Shoot height
    247 ± 13 a244 ± 10 a259 ± 7 a192 ± 13 bc205 ± 7 b237 ± 7 a178 ± 8 c189 ± 9 bc201 ± 10 bc
    地下部长度 (mm)
    Root length
    164 ± 11 ab166 ± 10 a167 ± 8 a142 ± 6 bc139 ± 9 ab146 ± 7 ab138 ± 6 c137 ± 7 c146 ± 11 ab
    地上部干重 (mg)
    Shoot dry weight
    39.2 ± 1.9 ab39.6 ± 1.3 ab40.5 ± 2.1 a31.3 ± 1.4 cd37.8 ± 0.8 ab39.8 ± 1.4 ab29.9 ± 1.7 d35.7 ± 1.3 bc37.1 ± 1.5 ab
    地下部干重 (mg)
    Root dry weight
    10.0 ± 0.5 a9.76 ± 0.71 a9.94 ± 0.39 a7.14 ± 0.38 bc7.76 ± 0.63 b7.97 ± 0.45 b5.74 ± 0.67 c6.10 ± 0.35 c6.70 ± 0.64 bc
    光合速率[CO2μmol/ (m2·s)]
    Photosynthetic rate
    10.5 ± 0.9 a9.85 ± 0.91 ab10.2 ± 0.6 a5.82 ± 0.68 de7.81 ± 0.48 c8.10 ± 0.61 bc4.90 ± 0.35 e5.62 ± 0.53 de7.29 ± 0.85 d
    蒸腾速率[H2O mmol/ (m2·h)]
    Transpiration rate
    2.51 ± 0.25 a2.55 ± 0.21 a2.57 ± 0.30 a1.47 ± 0.11 b1.66 ± 0.11 b1.72 ± 0.12 b1.34 ± 0.10 b1.36 ± 0.13 b1.67 ± 0.10 b
    叶绿素含量 (mg/g FW)
    Chlorophyll content
    3.61 ± 0.07 a3.67 ± 0.18 a3.62 ± 0.09 a3.11 ± 0.19 b3.40 ± 0.11 ab3.46 ± 0.15 ab2.56 ± 0.16 c3.12 ± 0.10 b3.42 ± 0.13 ab
    丙二醛含量 (nmol/g FW)
    MAD content
    9.83 ± 1.10 d9.02 ± 1.11 d9.39 ± 0.67 d16.7 ± 1.3 ab9.13 ± 0.91 d9.90 ± 1.12 d19.8 ± 1.8 a14.1 ± 0.9 bc10.4 ± 1.2 cd
    注(Note):CK、Na1、Na2 表示 NaCl 胁迫水平为 0、50、100 mmol/L,Si0、Si1、Si2 添加水平为 Na2SiO3 0、0.5、1.5 mmol/L; CK, Na1and Na2 represent NaCl stress level of 0, 50 and 100 mmol/L, Si0, Si1 and Si2 represent Na2SiO3 adding concentration of 0, 0.5 and 1.5 mmol/L in the nutrient solution; 不同字母表示处理间差异显著 Different letters indicate significant differences among treatments (Turkey test, P < 0.05).
    下载: 导出CSV

    表 3  不同硅添加浓度对盐胁迫下水稻钠钾离子浓度 (μmol/g,DW) 和钠钾比的影响

    Table 3.  Effects of different levels of Si addition on Na and K ion concentrations and Na/K ratio of rice under salt stress

    指标
    Index
    CKNa1Na2
    Si0Si1Si2 Si0Si1Si2 Si0Si1Si2
    地上部Shoot
    Na35.9 ± 6.88 c152 ± 23 c226 ± 20 c1058 ± 63 ab877 ± 52 b980 ± 292 ab1229 ± 52 a886 ± 87 b788 ± 54 b
    K490 ± 15 a481 ± 21 a478 ± 20 a384 ± 12 bc390 ± 17 b401 ± 22 b317 ± 31 d329 ± 16 cd344 ± 16 cd
    Na/K0.073 ± 0.015 c0.319 ± 0.061 c0.472 ± 0.030 c2.75 ± 0.16 b2.26 ± 0.23 b2.46 ± 0.81 b3.90 ± 0.22 a2.69 ± 0.20 b2.29 ± 0.05 b
    地下部Root
    Na89.5 ± 19.2 b214 ± 25 b300 ± 12 b1075 ± 138 a1066 ± 136 a1106 ± 86 a1180 ± 73 a1105 ± 113 a1088 ± 138 a
    K356 ± 16 a335 ± 15 a346 ± 14 a286 ± 18 b281 ± 23 b290 ± 20 b275 ± 24 b290 ± 7 b303 ± 14 b
    Na/K0.252 ± 0.055 b0.641 ± 0.100 b0.868 ± 0.057 b3.75 ± 0.27 a3.80 ± 0.37 a3.82 ± 0.33 a4.33 ± 0.66 a3.81 ± 0.32 a3.62 ± 0.53 a
    STI0.31 ± 0.11 c0.50 ± 0.08 bc0.55 ± 0.07 bc0.74 ± 0.05 ab0.60 ± 0.08 b0.64 ± 0.18 b0.92 ± 0.18 a0.71 ± 0.06 ab0.65 ± 0.11 b
    注(Note):CK、Na1、Na2 的 NaCl 胁迫水平为 0、50、100 mmol/L, Si0、Si1、Si2 添加水平为 Na2SiO3 0、0.5、1.5 mmol/L; CK, Na1and Na2 represent NaCl stress level of 0, 50 and 100 mmol/L, Si0, Si1and Si2 represent Na2SiO3 adding concentration of 0, 0.5 and 1.5 mmol/L in the nutrient solution; STI—钠钾选择性转运系数 Selective transport index of Na and K; 不同字母表示处理间差异显著 (Turkey 法, P < 0.05) Different letters indicate significant difference among treatments (Turkey test, P < 0.05).
    下载: 导出CSV
  • [1] Munns R, Tester M. Mechanisms of salinity tolerance[J]. Annual Review of Plant Biology, 2008, 59: 651–681. doi:  10.1146/annurev.arplant.59.032607.092911
    [2] Zhu Y X, Gong H J. Beneficial effects of silicon on salt and drought tolerance in plants[J]. Agronomy for Sustainable Development, 2014, 34(2): 455–472. doi:  10.1007/s13593-013-0194-1
    [3] Munns R, Gilliham M. Salinity tolerance of crops – what is the cost?[J]. New Phytologist, 2015, 208(3): 668–673. doi:  10.1111/nph.13519
    [4] Liang Y C, Sun W C, Zhu Y G, et al. Mechanisms of silicon-mediated alleviation of abiotic stresses in higher plants: A review[J]. Environmental Pollution, 2007, 147(2): 422–428. doi:  10.1016/j.envpol.2006.06.008
    [5] Shi Y, Wang Y C, Flowers T J, et al. Silicon decreases chloride transport in rice (Oryza sativa L.) in saline conditions[J]. Journal of Plant Physiology, 2013, 170(9): 847–853. doi:  10.1016/j.jplph.2013.01.018
    [6] Gong H J, Randall D P, Flowers T J. Silicon deposition in the root reduces sodium uptake in rice (Oryza sativa L.) seedlings by reducing bypass flow[J]. Plant, Cell & Environment, 2006, 29(10): 1970–1979.
    [7] Bosnic P, Bosnic D, Jasnic J, et al. Silicon mediates sodium transport and partitioning in maize under moderate salt stress[J]. Environmental and Experimental Botany, 2018, 155: 681–687. doi:  10.1016/j.envexpbot.2018.08.018
    [8] Liang Y C. Effects of silicon on enzyme activity and sodium, potassium and calcium concentration in barley under salt stress[J]. Plant and Soil, 1999, 209(2): 217–224. doi:  10.1023/A:1004526604913
    [9] Liang Y C, Zhang W H, Chen Q, et al. Effects of silicon on H+-ATPase and H+-PPase activity, fatty acid composition and fluidity of tonoplast vesicles from roots of salt-stressed barley (Hordeum vulgare L.)[J]. Environmental and Experimental Botany, 2005, 53(1): 29–37. doi:  10.1016/j.envexpbot.2004.02.010
    [10] Tuna A L, Kaya C, Higgs D, et al. Silicon improves salinity tolerance in wheat plants[J]. Environmental and Experimental Botany, 2008, 62(1): 10–16. doi:  10.1016/j.envexpbot.2007.06.006
    [11] Saqib M, Zorb C, Schubert S. Silicon-mediated improvement in the salt resistance of wheat (Triticum aestivum) results from increased sodium exclusion and resistance to oxidative stress[J]. Functional Plant Biology, 2008, 35(7): 633–639. doi:  10.1071/FP08100
    [12] Liang Y C, Hua H X, Zhu Y G, et al. Importance of plant species and external silicon concentration to active silicon uptake and transport[J]. New Phytologist, 2006, 172(1): 63–72. doi:  10.1111/j.1469-8137.2006.01797.x
    [13] Liu P, Yin L N, Deng X P, et al. Aquaporin-mediated increase in root hydraulic conductance is involved in silicon-induced improved root water uptake under osmotic stress in Sorghum bicolor L.[J]. Journal of Experimental Botany, 2014, 65(17): 4747–4756. doi:  10.1093/jxb/eru220
    [14] Ma J F, Tamai K, Yamaji N, et al. A silicon transporter in rice[J]. Nature, 2006, 440(7084): 688–691. doi:  10.1038/nature04590
    [15] Wang H S, Yu C, Fan P P, et al. Identification of two cucumber putative silicon transporter genes in Cucumis sativus[J]. Journal of Plant Growth Regulation, 2015, 34(2): 332–338. doi:  10.1007/s00344-014-9466-5
    [16] Wu J W, Guo J, Hu Y H, et al. Distinct physiological responses of tomato and cucumber plants in silicon-mediated alleviation of cadmium stress[J]. Frontiers in Plant Science, 2015, 6: 453.
    [17] Wu X Y, Yu Y G, Baerson S R, et al. Interactions between nitrogen and dilicon in rice and their effects on resistance toward the brown planthopper Nilaparvata lugens[J]. Frontiers in Plant Science, 2017, 8: 28.
    [18] Porra R J, Thompson W A, Kriedemann P E. Determination of accurate extinction coefficients and simultaneous-equations for assaying chlorophyll-a and chlorophyll-b extracted with 4 different solvents-verification of the concentration of chlorophyll standards by atomic-absorption spectroscopy[J]. Biochimica Et Biophysica Acta, 1989, 975(3): 384–394. doi:  10.1016/S0005-2728(89)80347-0
    [19] Heath R L, Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts. I. kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation[J]. Archives of Biochemistry and Biophysics, 1968, 125(1): 189–198. doi:  10.1016/0003-9861(68)90654-1
    [20] Giannopolitis C N, Ries S K. Superoxide dismutases. 1. Occurrence in higher plants[J]. Plant Physiology, 1977, 59(2): 309–314. doi:  10.1104/pp.59.2.309
    [21] Cakmak I, Marschner H. Magnesium deficiency and high light intensity enhance activities of superoxide dismutase, ascorbate peroxidase, and glutathione reductase in bean leaves[J]. Plant Physiology, 1992, 98(4): 1222–1227. doi:  10.1104/pp.98.4.1222
    [22] Nakano Y, Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts[J]. Plant & Cell Physiology, 1981, 22(5): 867–880.
    [23] Liang Y C, Chen Q, Liu Q, et al. Exogenous silicon (Si) increases antioxidant enzyme activity and reduces lipid peroxidation in roots of salt-stressed barley (Hordeum vulgare L.)[J]. Journal of Plant Physiology, 2003, 160(10): 1157–1164. doi:  10.1078/0176-1617-01065
    [24] Okada T, Nakayama H, Shinmyo A, et al. Expression of OsHAK genes encoding potassium ion transporters in rice[J]. Plant Biotechnology, 2008, 25(3): 241–245. doi:  10.5511/plantbiotechnology.25.241
    [25] Porcel R, Aroca R, Azcon R, et al. Regulation of cation transporter genes by the arbuscular mycorrhizal symbiosis in rice plants subjected to salinity suggests improved salt tolerance due to reduced Na(+) root-to-shoot distribution[J]. Mycorrhiza, 2016, 26(7): 673–684. doi:  10.1007/s00572-016-0704-5
    [26] Yang T, Zhang S, Hu Y, et al. The role of a potassium transporter OsHAK5 in potassium acquisition and transport from roots to shoots in rice at low potassium supply levels[J]. Plant Physiology, 2014, 166(2): 945–959. doi:  10.1104/pp.114.246520
    [27] Yan G C, Nikolic M, Ye M J, et al. Silicon acquisition and accumulation in plant and its significance for agriculture[J]. Journal of Integrative Agriculture, 2018, 17(10): 2138–2150. doi:  10.1016/S2095-3119(18)62037-4
    [28] Byrt C S, Munns R. Living with salinity[J]. New Phytologist, 2008, 179(4): 903–905. doi:  10.1111/j.1469-8137.2008.02596.x
    [29] Munns R. Comparative physiology of salt and water stress[J]. Plant, Cell & Environment, 2002, 25(2): 239–250.
    [30] Ma J F. Role of silicon in enhancing the resistance of plants to biotic and abiotic stresses[J]. Soil Science and Plant Nutrition, 2004, 50(1): 11–18. doi:  10.1080/00380768.2004.10408447
    [31] Zhu Y X, Gong H J, Yin J L. Role of silicon in mediating salt tolerance in plants: a review[J]. Plants, 2019, 8: 147. doi:  10.3390/plants8060147
    [32] Yan G, Fan X, Peng M, et al. Silicon improves rice salinity resistance by alleviating ionic toxicity and osmotic constraint in an organ-specific pattern[J]. Frontiers in Plant Science, 2020, 11: 260. doi:  10.3389/fpls.2020.00260
    [33] Zhu Z J, Wei G Q, Li J, et al. Silicon alleviates salt stress and increases antioxidant enzymes activity in leaves of salt-stressed cucumber (Cucumis sativus L.)[J]. Plant Science, 2004, 167(3): 527–533. doi:  10.1016/j.plantsci.2004.04.020
    [34] Zhu J K. Regulation of ion homeostasis under salt stress[J]. Current Opinion in Plant Biology, 2003, 6(5): 441–445. doi:  10.1016/S1369-5266(03)00085-2
    [35] Zhu J K. Plant salt tolerance[J]. Trends in Plant Science, 2001, 6(2): 66–71. doi:  10.1016/S1360-1385(00)01838-0
    [36] Kronzucker H J, Britto D T. Sodium transport in plants: a critical review[J]. New Phytologist, 2011, 189(1): 54–81. doi:  10.1111/j.1469-8137.2010.03540.x
    [37] Chen G, Hu Q D, Luo L, et al. Rice potassium transporter OsHAK1 is essential for maintaining potassium-mediated growth and functions in salt tolerance over low and high potassium concentration ranges[J]. Plant, Cell & Environment, 2015, 38(12): 2747–2765.
    [38] Banuelos M A, Garciadeblas B, Cubero B, et al. Inventory and functional characterization of the HAK potassium transporters of rice[J]. Plant Physiology, 2002, 130(2): 784–795. doi:  10.1104/pp.007781
    [39] Obata T, Kitamoto H K, Nakamura A, et al. Rice Shaker potassium channel OsKAT1 confers tolerance to salinity stress on yeast and rice cells[J]. Plant Physiology, 2007, 144(4): 1978–1985. doi:  10.1104/pp.107.101154
    [40] Shen Y, Shen L, Shen Z, et al. The potassium transporter OsHAK21 functions in the maintenance of ion homeostasis and tolerance to salt stress in rice[J]. Plant Cell and Environment, 2015, 38(12): 2766–2779. doi:  10.1111/pce.12586
  • [1] 缑天韵苏艳陈馨航朱永兴宫海军 . 硅提高黄瓜液泡膜Na+/H+反向转运蛋白基因NHX1的表达及强化Na+在液泡中的区隔效应. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.20160
    [2] 潘晓雪胡明瑜蒋晓英白文钦官玲吴红雷开荣 . 过量表达盐芥TsIPK2基因增强转基因水稻耐盐性. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.18144
    [3] 朱永兴夏雨晨刘乐承尹军良马东方 . 外源硅对植物抗盐性影响的研究进展. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.18094
    [4] 刘红芳宋阿琳范分良李兆君梁永超 . 高供氮水平下不同硅肥对水稻茎秆特征的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.17485
    [5] 朱方旭郭雪冬同拉嘎张玉磊潘冬李明月李丹张忠臣金正勋 . 蘖穗氮肥追施比例对水稻灌浆成熟期 Rubisco 和 GS 同工型基因表达量的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.16115
    [6] 李伟韩娇黄升财何蕊王冰程宪国 . 小盐芥 TsPIP1;1TsTIP1;1 基因增强转基因水稻耐盐性. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.17063
    [7] 张成贾海锋王剑纠松涛王梦琦 . 利用钾吸收基因表达评价葡萄叶面喷施钾肥效果和喷施浓度. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.15251
    [8] 刘红芳宋阿琳范分良李兆君梁永超 . 施硅对水稻白叶枯病抗性及叶片抗氧化酶活性的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.15511
    [9] 刘梅郑青松刘兆普郭世伟 . 盐胁迫下氮素形态对油菜和水稻幼苗离子运输和分布的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2015.0120
    [10] 梁国庆孙静文周卫王秀斌 . 钙对苹果果实超氧化物歧化酶、过氧化氢酶活性及其基因表达的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2011.9502
    [11] 张振华刘强宋海星荣湘民Abdelbagi M.Ismail . 水稻生长、根系生理特性和ABA含量的基因型差异与耐盐性的关系. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2011.0442
    [12] 王秀红王秀峰杨凤娟魏珉史庆华焦娟刘全兴 . 外源精胺对NO-3胁迫下黄瓜幼苗抗氧化酶活性及光合作用的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2010.0436
    [13] 张国良丁原王清清戴其根黄慧宇霍中洋张洪程 . 硅对水稻几丁质酶和β-1,3-葡聚糖酶活性的影响及其与抗纹枯病的关系. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2010.0312
    [14] 薛高峰宋阿琳孙万春李兆君范分良梁永超 . 硅对水稻叶片抗氧化酶活性的影响及其与白叶枯病抗性的关系. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2010.0311
    [15] 孙万春薛高峰张杰范琼花葛高飞李兆君梁永超 . 硅对水稻病程相关蛋白活性和酚类物质含量的影响及其与诱导抗性的关系 . 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2009.0404
    [16] 范琼花孙万春李兆君梁永超 . 硅对短期低温胁迫小麦叶片光合作用及其主要相关酶的影响 . 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2009.0308
    [17] 孙万春薛高峰张杰宋阿琳葛高飞李兆君梁永超* . 硅对水稻防御性关键酶活性的影响及其与抗稻瘟病的关系 . 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2009.0506
    [18] 华海霞梁永超娄运生张杰 . 水稻硅吸收动力学参数固定方法的研究. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2006.0312
    [19] 钱琼秋朱祝军何勇 . 硅对盐胁迫下黄瓜根系线粒体呼吸作用及脂质过氧化的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2006.0620
    [20] 甘秀芹江立庚徐建云董登峰韦善清 . 水稻的硅素积累与分配特性及其基因型差异. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2004.0516
  • 加载中
WeChat 点击查看大图
图(2)表(3)
计量
  • 文章访问数:  96
  • HTML全文浏览量:  55
  • 被引次数: 0
出版历程

盐胁迫下添加外源硅可有效提高水稻抗氧化酶活性与钠钾平衡相关基因的表达

  • 浙江大学环境与资源学院/污染环境修复与生态健康教育部重点实验室,浙江杭州 310058
  • 摘要:   【目的】  盐胁迫是世界上影响最大的非生物胁迫之一,添加外源硅可以有效地提高植物对盐胁迫的抗性。通过水培实验,测定分析硅对盐胁迫下水稻生长、光合系统、钠钾含量、抗氧化酶活性和钠钾平衡关键基因表达量的影响,以探索硅缓解水稻盐胁迫的机制。  【方法】  供试材料为日本晴水稻 (OryzasativaL. cv. Nipponbare),设置NaCl 0 (CK)、50 (Na1) 和100 mmol/L (Na2) 3个盐胁迫浓度与Na2SiO3 0 (Si0)、0.5 (Si1) 和1.5 mmol/L (Si2) 3个硅浓度,共9个处理。处理5天后,测定水稻生长、光合与蒸腾速率、氧化伤害、钠钾含量。结果表明,在100 mmol/L NaCl与1.5 mmol/L硅处理下,硅盐互作效果最显著,据此进一步测定了该处理下水稻的抗氧化酶活性与钠钾转运关键基因表达量。  【结果】  盐胁迫显著降低了水稻地上部与地下部的长度与干重,同时显著降低了光合速率、蒸腾速率和叶绿素含量,并引起了显著的丙二醛积累。盐胁迫下,外源硅显著增加了水稻地上部高度与干重,但对地下部长度与干重无显著影响;盐胁迫下添加硅显著提高了叶片光合速率和叶绿素含量,显著降低了丙二醛含量,但对蒸腾速率无显著影响。盐胁迫在地上部与地下部均引起了显著的钠含量上升与钾含量下降,盐胁迫下添加外源硅显著降低了地上部钠含量,但是对钾含量没有显著影响,并且硅对根系钠钾含量均无显著影响。总体而言,100 mmol/L NaCl处理在水稻中造成的生长抑制、氧化伤害与钠钾失衡等胁迫伤害比50 mmol/L NaCl处理更为严重,而添加1.5 mmol/L的硅对盐胁迫的缓解效果优于添加0.5 mmol/L的硅。在100 mmol/L NaCl处理下,添加1.5 mmol/L的硅显著提高了SOD、CAT、APX的活性,但是对POD的活性无显著影响;同时,添加1.5 mmol/L硅显著提高了盐胁迫下水稻钾吸收基因 (OsHAK1OsHAK7OsHAK11OsHAK12)、钠外排基因 (OsSOS1) 与钠区隔化基因 (OsNHX1OsNHX3OsNHX5) 的表达。  【结论】  营养液中1.5 mmol/L的硅比0.5 mmol/L的硅对盐胁迫下水稻的生长、光合系统和离子平衡调控效果更好,能更有效地缓解水稻盐胁迫。硅可以通过调控SOD、CAT、APX等抗氧化酶活性与钾吸收、钠外排和钠区隔化等钠钾平衡关键基因的表达,从而缓解水稻盐胁迫。

    English Abstract

    • 盐胁迫是世界上影响最大的非生物胁迫之一[1]。据报道,目前世界上大约四分之一的耕地存在盐渍化问题,而且由于全球气候变暖和化学肥料的过量施用,受盐胁迫影响的耕地面积正在逐渐扩大[2]。在盐胁迫下,外界高浓度的盐分离子会通过渗透胁迫作用导致植物生理性缺水;同时,过量的盐分离子被植物吸收后会破坏植物的离子平衡,引起膜脂质过氧化、光合系统破坏等胁迫伤害,从而影响植物的生长,并在农业生产中造成严重的产量降低和经济损失[3]。因此,提高作物的耐盐性对于提高粮食产量、确保粮食安全具有重要意义。

      硅是土壤中第二丰富的元素,其含量仅次于氧。由于硅在植物生长环境中的广泛分布,几乎所有的植物中都含有硅。虽然,硅仍未被证明是植物生长的必需元素,但作为一种有益元素,硅对植物生长的促进作用,特别是缓解植物多种非生物和生物胁迫的作用已得到广泛认可[2, 4]。业已证明,硅在水稻[5, 6]、玉米[7]、大麦[8, 9]、小麦[10, 11]等多种作物中具有显著的盐胁迫缓解作用。这表明,硅肥施用会是一种有效提高盐渍土中作物生长和产量的农业技术手段。但是,硅缓解盐胁迫的最适添加浓度及硅缓解植物盐胁迫的机制还不明确,这在一定程度上限制了硅肥的广泛应用。

      因此,参考此前研究中硅浓度的设置[12-17],对比研究高浓度硅添加 (1.5 mmol/L) 与低浓度硅添加 (0.5 mmol/L) 对不同程度盐胁迫 (50与100 mmol/L NaCl) 下水稻生长、光合系统、氧化伤害、离子平衡的影响;在此基础上,选择最适硅盐互作浓度,测定抗氧化酶活性与钠钾平衡关键基因的表达量,探究硅缓解水稻盐胁迫的机制,以期为农业生产中硅肥推广提供理论基础和技术支撑。

      • 供试材料为水稻,品种为日本晴 (Oryza sativa L. cv. Nipponbare),挑选饱满的种子用10% H2O2消毒并用去离子水清洗3次后,在30℃黑暗条件下催芽。种子发芽后移至浸水的石英砂上继续生长3天,然后移植到黑色塑料小桶中。每个小桶中装有3 L的1/2强度的木村B营养液[12],营养液配方为:0.18 mmol/L (NH4)2SO4,0.28 mmol/L MgSO4·7H2O,0.09 mmol/L KNO3,0.18 mmol/L Ca (NO3)2·4H2O,0.11 mmol/L KH2PO4,20 μmol/L NaEDTAFe·H2O,6.7 μmol/L MnCl2·4H2O,0.015 μmol/L (NH4)6Mo7O4·4H2O,0.15 μmol/L ZnSO4·7H2O,0.16 μmol/L CuSO4·5H2O,9.4 μmol/L HBO3,营养液pH为5.6。每个桶中种植10棵水稻苗,营养液每3天更换一次。实验在温湿可控的人工气候室中进行,湿度为50% ± 5%,温度为26℃ ± 5℃,光照/黑暗时间分别为14 h /10 h。

        选择长势一致、苗龄为28天的水稻苗进行处理。试验设置0 (CK)、50 (Na1) 和100 mmol/L (Na2) 3个盐胁迫 (NaCl) 浓度与0 (Si0)、0.5 (Si1) 和1.5 mmol/L (Si2) 3个外源硅 (Na2SiO3) 添加浓度,共计9个处理,每个处理3个重复。不同处理营养液pH用1 mmol/L HCl或NaOH调至5.6,以保持处理间一致。处理时间为5天,在第3天更换一次营养液。处理完成后,采样测定水稻长度、生物量、光合与蒸腾速率、叶绿素与丙二醛含量、钠钾含量等指标,部分样品液氮冷冻后保存于-80℃冰箱。通过比较不同硅处理对盐胁迫下水稻上述各项生长指标的影响,结果表明在100 mmol/L NaCl与1.5 mmol/L硅处理下,硅盐互作效果最显著,使用该处理下冻存样品测定分析硅对抗氧化酶活性与钠钾平衡关键基因表达量的影响。

      • 长度与生物量:使用直尺测定根基茎到地上部顶点与地下部顶点处的距离作为地上部与地下部长度并记录;水稻样品在烘箱中105℃下杀青30 min,然后70℃下烘干至恒重后称重。

        光合速率、蒸腾速率与叶绿素含量:选用完全展开的水稻倒二叶,使用Licor 6400便携式光合测定仪进行测定,光合速率与蒸腾速率依据测定仪叶室中的叶片面积换算得出。利用95%乙醇溶液提取叶绿素,使用分光光度计 (Evolution 201,Thermofisher) 测定提取液在665与649 nm波段的吸光度,叶绿素含量根据Porra等[18]提出的公式进行计算,C叶绿素 = 6.63 A665 + 18.08 A649

        丙二醛含量:利用0.1%三氯乙酸溶液将样品研磨匀浆后,4℃条件下10000 r/m离心10 min。取上清液与等量0.5%硫代巴比妥酸溶液混合,在水浴锅中100℃条件下孵育10 min,冷却后10000 r/m离心10 min。取上清液测定600、532与450 nm波段吸光度,丙二醛含量按照Heath等[19]提出的公式进行计算,C丙二醛 = 6.45 (A532 – A600) – 0.56 A450

        钠钾含量:水稻地上部与地下部干样分别研磨成粉末后,利用5 mL HNO3和1 mL H2O2在微波消解仪 (Jupiter,Sineo) 上将样品进行消煮,然后利用火焰光度计 (FP640,上海精科) 测定钠钾含量。钠钾选择性转运系数为地上部钠钾比与地下部钠钾比的比值。

        抗氧化酶活性:水稻鲜样用磷酸缓冲液 (50 mmol/L,pH 7.8,含1 mmol/L EDTA和2%聚乙烯吡咯烷酮) 研磨匀浆,4℃条件下10000 r/m离心20 min,上清液用于抗氧化酶活性测定。超氧化物歧化酶 (SOD) 活性参照Giannopolitis等[20]的方法测定,取50 μL酶提取液与3 mL磷酸缓冲液 (50 mmol/L,pH 7.8,含13 mmol/L甲硫氨酸,63 μmol/L NBT,1.3 μmol/L核黄素,100 μmol/L EDTA) 混匀,于25℃光照条件下反应3 min,测定反应液在560 nm波段的吸光度;每单位SOD酶活性 (1U) 定义为对NBT光化学反应50%的抑制。过氧化物酶 (CAT) 活性参照Cakmak等[21]的方法测定,取100 μL酶提取液与1.7 mL磷酸缓冲液 (25 mmol/L,pH 7.0,含100 μmol/L EDTA) 和200 μL过氧化氢溶液 (10 mmol/L) 混合均匀后,测定样品在240 nm波段吸光度随时间的变化;CAT酶活性使用单位时间过氧化氢的降解量表示。抗坏血酸过氧化物酶 (APX) 活性参照Nakano等[22]的方法测定,取100 μL酶提取液与1.7 mL磷酸缓冲液 (25 mmol/L,pH 7.0,含100 μmol/L EDTA)、100 μL抗坏血酸溶液 (5 mmol/L) 和100 μL过氧化氢溶液 (20 mmol/L) 混合均匀后,测定样品在290 nm波段吸光度随时间的变化;APX酶活性使用单位时间减少的抗坏血酸的量表示。多酚氧化酶 (POD) 活性参照Liang等[23]的方法测定,取100 μL酶提取液与1.7 mL磷酸缓冲液 (25 mmol/L,pH 7.0,含100 μmol/L EDTA)、100 μL愈创木酚溶液 (1%,m/v) 和100 μL过氧化氢溶液 (20 mmol/L) 混合均匀后,测定样品在470 nm波段吸光度随时间的变化;POD酶活性使用单位时间被氧化的愈创木酚的量表示。

        基因表达量:使用植物RNA提取试剂盒 (Minibest,Takara) 提取水稻根部总RNA,去除基因组DNA后,使用反转录试剂盒 (PrimeScript RT reagent kit,Takara) 将RNA反转录为cDNA。使用TBGreen premix Ex Taq (Takara) 在荧光定量PCR仪 (LightCycler 480II,Roche) 上进行实时定量PCR,以OsActin为参照基因,测定OsHAK1OsHAK7OsHAK11OsHAK12OsSOS1OsNHX1OsNHX3OsNHX5基因的表达量。引物序列与相关信息见表1

        表 1  引物序列与相关信息

        Table 1.  Sequences and related information of primers used in this study

        基因名引物序列 (5′-3′)
        OsHAK1[24]F:GTTGATGATGCTGATGTTGGAAG
        R:CCAACACTTTCAGCTGAAAC
        OsHAK7[24]F:TGAATCTTCTGTTGGTCATCCTCA
        R:CTCGGCAACTACATTACATG
        OsHAK11[24]F:GTGTAGGAGTAGGGCTCCATG
        R:GATCCATTCATTTGTCATATGC
        OsHAK12[24]F:GTTTCTGATTCAGAGAGTGAGCAG
        R:CTACAGCATCATTTCATACTGACAG
        OsSOS1[25]F:CTGGGCCTTGCTTTTGGAAT
        R:ATTCCCAGTGTCATGACGGT
        OsNHX1[25]F:CATTGATCAGGCTGCTGCTA
        R:CTTGCATGCTTGTCAGGAGA
        OsNHX3[25]F:ACCGGTGGGTCAATGAATCC
        R:CCACCACTGACGAGCAGAAT
        OsNHX5[25]F:TCACTGCCCTTGACAGGAAC
        R:GTCAGGTGGCAACTCATCCA
        OsActin[26]F:TTATGGTTGGGATGGGACA
        R:AGCACGGCTTGAATAGCG
      • 指标测定相关数据使用Microsoft Excel进行统计,使用SPSS 22.0软件进行方差分析和差异显著性分析,使用Prism 8.0软件作图。

      • 总体来说,50 mmol/L (Na1) 与100 mmol/L (Na2) 盐胁迫处理显著抑制了水稻的生长,而添加0.5 (Si1) 与1.5 mmol/L (Si2) 的硅均有效地改善了盐胁迫下水稻的生长 (表2)。在水稻地上部中,Na1与Na2处理显著降低了地上部高度与干重,Na2处理对生长抑制作用比Na1处理更为严重。在Na1处理下,Si1处理对地上部高度无显著影响,而Si2处理显著提高了地上部高度。而在Na2处理下,Si1与Si2处理均显著提高了地上部高度。同时,在Na1与Na2两个盐胁迫处理下,Si1和Si2两个硅水平均显著提高了地上部干重。在地下部中,虽然盐胁迫引起了显著的长度与干重下降,但添加硅对盐胁迫下地下部的长度与干重无显著影响。

        表 2  不同硅添加浓度对盐胁迫下水稻生长、光合系统和氧化伤害的影响

        Table 2.  Effects of different levels of Si added on growth,photosynthesis system and oxidative damage in rice under salt stress

        指标IndexCKNa1Na2
        Si0Si1Si2 Si0Si1Si2 Si0Si1Si2
        地上部高度 (mm)
        Shoot height
        247 ± 13 a244 ± 10 a259 ± 7 a192 ± 13 bc205 ± 7 b237 ± 7 a178 ± 8 c189 ± 9 bc201 ± 10 bc
        地下部长度 (mm)
        Root length
        164 ± 11 ab166 ± 10 a167 ± 8 a142 ± 6 bc139 ± 9 ab146 ± 7 ab138 ± 6 c137 ± 7 c146 ± 11 ab
        地上部干重 (mg)
        Shoot dry weight
        39.2 ± 1.9 ab39.6 ± 1.3 ab40.5 ± 2.1 a31.3 ± 1.4 cd37.8 ± 0.8 ab39.8 ± 1.4 ab29.9 ± 1.7 d35.7 ± 1.3 bc37.1 ± 1.5 ab
        地下部干重 (mg)
        Root dry weight
        10.0 ± 0.5 a9.76 ± 0.71 a9.94 ± 0.39 a7.14 ± 0.38 bc7.76 ± 0.63 b7.97 ± 0.45 b5.74 ± 0.67 c6.10 ± 0.35 c6.70 ± 0.64 bc
        光合速率[CO2μmol/ (m2·s)]
        Photosynthetic rate
        10.5 ± 0.9 a9.85 ± 0.91 ab10.2 ± 0.6 a5.82 ± 0.68 de7.81 ± 0.48 c8.10 ± 0.61 bc4.90 ± 0.35 e5.62 ± 0.53 de7.29 ± 0.85 d
        蒸腾速率[H2O mmol/ (m2·h)]
        Transpiration rate
        2.51 ± 0.25 a2.55 ± 0.21 a2.57 ± 0.30 a1.47 ± 0.11 b1.66 ± 0.11 b1.72 ± 0.12 b1.34 ± 0.10 b1.36 ± 0.13 b1.67 ± 0.10 b
        叶绿素含量 (mg/g FW)
        Chlorophyll content
        3.61 ± 0.07 a3.67 ± 0.18 a3.62 ± 0.09 a3.11 ± 0.19 b3.40 ± 0.11 ab3.46 ± 0.15 ab2.56 ± 0.16 c3.12 ± 0.10 b3.42 ± 0.13 ab
        丙二醛含量 (nmol/g FW)
        MAD content
        9.83 ± 1.10 d9.02 ± 1.11 d9.39 ± 0.67 d16.7 ± 1.3 ab9.13 ± 0.91 d9.90 ± 1.12 d19.8 ± 1.8 a14.1 ± 0.9 bc10.4 ± 1.2 cd
        注(Note):CK、Na1、Na2 表示 NaCl 胁迫水平为 0、50、100 mmol/L,Si0、Si1、Si2 添加水平为 Na2SiO3 0、0.5、1.5 mmol/L; CK, Na1and Na2 represent NaCl stress level of 0, 50 and 100 mmol/L, Si0, Si1 and Si2 represent Na2SiO3 adding concentration of 0, 0.5 and 1.5 mmol/L in the nutrient solution; 不同字母表示处理间差异显著 Different letters indicate significant differences among treatments (Turkey test, P < 0.05).

        在抑制水稻生长的同时,Na1与Na2盐胁迫处理显著降低了水稻的光合速率、蒸腾速率和叶绿素含量,同时引起了严重的丙二醛积累 (表2)。在光合速率方面,Si1和Si2处理在Na1处理下均能显著提高光合速率,但是在Na2处理下仅有Si2处理能显著提高光合速率。不同于光合速率,外源加硅在Na1和Na2盐胁迫下均未能显著影响蒸腾速率。在Na1处理下,Si1和Si2处理提高了叶绿素含量,但未能达到显著水平;而在Na2处理下,Si1和Si2处理显著提高了叶绿素含量。此外,Si1和Si2处理在Na1和Na2两个浓度的盐胁迫处理下均显著缓解了盐胁迫造成的丙二醛积累。

      • 表3所示,50 mmol/L (Na1) 与100 mmol/L (Na2) 盐胁迫处理在水稻地上部和地下部中均造成了显著的钠含量上升与钾含量下降。在地上部中,Si1和Si2两个浓度的硅处理在Na1和Na2两个盐胁迫处理下均显著降低了钠含量。同时,硅添加虽然提高了地上部钾含量,但未达到显著水平。由于外源硅在地上部对钠钾含量的影响,两个浓度的硅处理在Na1与Na2盐胁迫处理下均显著降低了地上部的钠钾比。地下部中,硅添加对钠钾含量无显著影响。此外,在Na1与Na2盐胁迫处理下,Si1处理虽然降低了钠钾选择性转运系数 (STI),但未达到显著水平,而Si2处理显著降低了钠钾选择性转运系数。

        表 3  不同硅添加浓度对盐胁迫下水稻钠钾离子浓度 (μmol/g,DW) 和钠钾比的影响

        Table 3.  Effects of different levels of Si addition on Na and K ion concentrations and Na/K ratio of rice under salt stress

        指标
        Index
        CKNa1Na2
        Si0Si1Si2 Si0Si1Si2 Si0Si1Si2
        地上部Shoot
        Na35.9 ± 6.88 c152 ± 23 c226 ± 20 c1058 ± 63 ab877 ± 52 b980 ± 292 ab1229 ± 52 a886 ± 87 b788 ± 54 b
        K490 ± 15 a481 ± 21 a478 ± 20 a384 ± 12 bc390 ± 17 b401 ± 22 b317 ± 31 d329 ± 16 cd344 ± 16 cd
        Na/K0.073 ± 0.015 c0.319 ± 0.061 c0.472 ± 0.030 c2.75 ± 0.16 b2.26 ± 0.23 b2.46 ± 0.81 b3.90 ± 0.22 a2.69 ± 0.20 b2.29 ± 0.05 b
        地下部Root
        Na89.5 ± 19.2 b214 ± 25 b300 ± 12 b1075 ± 138 a1066 ± 136 a1106 ± 86 a1180 ± 73 a1105 ± 113 a1088 ± 138 a
        K356 ± 16 a335 ± 15 a346 ± 14 a286 ± 18 b281 ± 23 b290 ± 20 b275 ± 24 b290 ± 7 b303 ± 14 b
        Na/K0.252 ± 0.055 b0.641 ± 0.100 b0.868 ± 0.057 b3.75 ± 0.27 a3.80 ± 0.37 a3.82 ± 0.33 a4.33 ± 0.66 a3.81 ± 0.32 a3.62 ± 0.53 a
        STI0.31 ± 0.11 c0.50 ± 0.08 bc0.55 ± 0.07 bc0.74 ± 0.05 ab0.60 ± 0.08 b0.64 ± 0.18 b0.92 ± 0.18 a0.71 ± 0.06 ab0.65 ± 0.11 b
        注(Note):CK、Na1、Na2 的 NaCl 胁迫水平为 0、50、100 mmol/L, Si0、Si1、Si2 添加水平为 Na2SiO3 0、0.5、1.5 mmol/L; CK, Na1and Na2 represent NaCl stress level of 0, 50 and 100 mmol/L, Si0, Si1and Si2 represent Na2SiO3 adding concentration of 0, 0.5 and 1.5 mmol/L in the nutrient solution; STI—钠钾选择性转运系数 Selective transport index of Na and K; 不同字母表示处理间差异显著 (Turkey 法, P < 0.05) Different letters indicate significant difference among treatments (Turkey test, P < 0.05).
      • 根据上述结果,我们选择了互作效果最显著的100 mM盐胁迫处理和1.5 mM硅添加处理,进一步测定分析了硅在盐胁迫下对水稻抗氧化酶活性的影响 (图1)。在正常生长条件 (CK) 下,添加1.5 mMSi (Si2) 对抗氧化酶活性无显著影响。在100 mM盐胁迫下 (Na2),SOD活性显著下降,而外源添加硅显著提高了SOD活性。与SOD不同,盐胁迫对于CAT与APX的活性没有显著的影响,而盐胁迫下外源添加硅显著提高了CAT与APX活性。与此同时,盐胁迫与硅添加处理对于POD活性均无显著影响。

        图  1  添加外源硅后盐胁迫水稻叶片中的抗氧化酶活性

        Figure 1.  Activities of antioxidant enzymes in rice leaves under salt stress and exogenous Si addition

      • 试验选用了互作效果最显著的100 mmol/L盐胁迫处理和1.5 mmol/L硅处理,测定了水稻根系钾吸收基因 (包括OsHAK1OsHAK7OsHAK11OsHAK12)、钠外排基因 (OsSOS1) 与钠区隔化基因 (包括OsNHX1OsNHX3OsNHX5) 的表达量 (图2)。在正常生长条件 (CK) 下,添加1.5 mmol/L硅 (Si2) 对基因表达无显著影响。100 mmol/L盐胁迫处理 (Na2) 显著降低了钾吸收基因OsHAK1OsHAK11的表达,而外源添加硅显著提高了OsHAK1OsHAK11的表达量。同时,盐胁迫处理提高了OsHAK7表达量,但对OsHAK12表达量无显著影响,而盐胁迫下添加外源硅显著提高了OsHAK7OsHAK12的表达量。在钠外排基因方面,盐胁迫对于OsSOS1表达量无显著影响,硅添加显著提高了盐胁迫下OsSOS1的表达。在钠区隔化基因方面,盐胁迫显著降低了OsNHX1OsNHX3OsNHX5的表达,外源添加硅则显著提高了盐胁迫下OsNHX1OsNHX3OsNHX5的表达。

        图  2  添加外源硅后盐胁迫水稻钠钾平衡关键基因的表达

        Figure 2.  Expression of genes related to Na/K homeostasis in rice under salt stress and exogenous Si addition

      • 硅可以显著提高水稻的盐胁迫抗性,改善盐胁迫下水稻的生长,并提高水稻产量[5, 6, 27]。盐胁迫来源于环境中高浓度的盐分离子,盐胁迫会在植物中引起生理缺水、离子毒害、氧化伤害等胁迫伤害,从而严重影响植物生长[1, 28, 29]。在本研究中,我们首先通过测定水稻生长、光合系统、氧化伤害与离子平衡等方面指标,比较了高浓度 (1.5 mmol/L) 与低浓度 (0.5 mmol/L) 的外源硅添加在水稻中对不同程度盐胁迫 (50 mmol/L与100 mmol/L NaCl) 的缓解效果。相对于对照处理,盐胁迫能够显著降低水稻植株的长度和干重,造成光合系统损伤、膜脂质过氧化、钠钾失衡等胁迫伤害,而且盐胁迫在水稻中造成的生长抑制和胁迫伤害随NaCl浓度的增加逐渐加重。在盐胁迫下,外源硅添加则能够显著提高水稻地上部的长度和生物量,缓解盐胁迫引起的丙二醛积累,并显著提高叶绿素含量与光合速率 (表2)。除了缓解盐胁迫造成的生长抑制与氧化伤害以外,外源硅添加显著降低盐胁迫下水稻地上部钠含量,增加水稻地上部钾含量,同时降低水稻地上部钠钾比和钠钾选择性转运系数 (表3)。通过比较两个浓度的外源硅添加对盐胁迫下水稻生长、光合系统、氧化伤害和离子平衡的影响,本研究结果表明添加高浓度外源硅 (1.5 mmol/L) 对盐胁迫的缓解效果优于低浓度外源硅 (0.5 mmol/L)。

        盐胁迫引起的植物膜脂质过氧化伤害,会严重影响包括光合系统在内的植物生理代谢功能[1]。在盐胁迫下,植物的抗氧化酶系统对于缓解盐胁迫造成的氧化伤害具有重要作用[2, 4, 30, 31]。在本研究中,我们发现外源硅添加能够显著提高盐胁迫下水稻SOD、CAT和APX的活性,但是对POD的活性没有显著影响 (图1)。结合本研究中硅对丙二醛积累、叶绿素降解和光合速率的调控 (表2表3) 表明,硅可以通过调控盐胁迫下水稻抗氧化酶活性,缓解盐胁迫引起的氧化与光合系统伤害。Yan等[32]在中花11水稻品种中发现,硅在盐胁迫下可以提高水稻SOD、CAT、POD的活性,但对APX的活性没有影响。这些结果表明,硅在盐胁迫下对水稻抗氧化酶的调控效果会随着植物品种有所变化。Liang等[23]在大麦和Zhu等[33]在黄瓜中的研究也曾表明,硅在盐胁迫下对不同品种大麦与不同品种黄瓜中抗氧化酶活性的调控也会随植物品种而有所区别。

        钠钾平衡对盐胁迫下植物的生长至关重要,盐胁迫下植物可以通过调控钾吸收、钠外排和钠区隔化等策略维持正常的钠钾平衡[34-36]OsHAK家族基因在水稻正常与胁迫条件下的钾吸收中扮演着重要角色[24, 37]。此前研究表明,OsHAK基因缺失的水稻突变体对盐胁迫十分敏感,而通过转基因等技术手段提高水稻OsHAK活性可以有效提高水稻对于钾的吸收[24, 26, 38-40]。本研究结果表明,硅在水稻盐胁迫下能够提高包括OsHAK1OsHAK7OsHAK11OsHAK12在内的OsHAK家族钾吸收基因的表达 (图2),这对于维持水稻在盐胁迫下吸收钾的能力具有重要意义 (图2)。同时,硅提高了盐胁迫下水稻钠外排 (OsSOS1) 与钠区隔化 (OsNHX1OsNHX3OsNHX5) 基因的表达。盐胁迫条件下,硅能够通过提高OsSOS1基因的表达增加水稻地下部钠的外排,从而减少钠向地上部的转运,Bosnic等[7]曾报道硅在盐胁迫下的玉米中也具有类似的作用。Liang等[9]曾发现,硅在大麦中可以提高H+-ATPase与H+-PPase的活性进而增加钠的液泡区隔化,从而缓解钠毒害,本研究中硅对钠区隔化基因的影响从分子层面解释了硅对钠区隔化的作用。结合硅对盐胁迫下水稻钠钾含量与选择性转运系数的影响,本研究结果表明硅能够通过调控钠钾平衡相关基因的表达进而调控钠钾的选择性转运,降低地上部钠离子含量和钠钾比,从而在水稻中缓解盐胁迫引起的离子毒害。

      • 硅可以改善盐胁迫下水稻光合系统与离子平衡,从而促进盐胁迫下水稻的生长,添加1.5 mmol/L的硅比添加0.5 mmol/L的硅在水稻中能够更有效地缓解盐胁迫;硅可以通过提高盐胁迫下水稻抗氧化酶活性,缓解盐胁迫造成的过氧化伤害与叶绿素降解,从而保护水稻的光合系统;硅可以通过提高盐胁迫下水稻钾吸收、钠外排以及与钠区隔化相关基因的表达,调控钠钾吸收与转运,改善地上部钠钾离子平衡,缓解盐胁迫造成的离子毒害。

    参考文献 (40)
    WeChat 关注分享

    返回顶部

    目录

      /

      返回文章
      返回