• ISSN 1008-505X
  • CN 11-3996/S

留言板

尊敬的读者、作者、审稿人, 关于本刊的投稿、审稿、编辑和出版的任何问题, 您可以本页添加留言。我们将尽快给您答复。谢谢您的支持!

姓名
邮箱
手机号码
标题
留言内容
验证码

硅提高黄瓜液泡膜Na+/H+反向转运蛋白基因NHX1的表达及强化Na+在液泡中的区隔效应

缑天韵 苏艳 陈馨航 朱永兴 宫海军

引用本文:
Citation:

硅提高黄瓜液泡膜Na+/H+反向转运蛋白基因NHX1的表达及强化Na+在液泡中的区隔效应

    作者简介: 缑天韵 E-mail:gtygougou@nwafu.edu.cn;
    通讯作者: 宫海军, E-mail:gongnavy@163.com
  • 基金项目: 国家自然科学基金项目(31772290);陕西省重点研发计划特色产业创新链项目(2019TSLNY01-02)。

Up regulating the expression of vacuolar Na+/H+ exchanger gene NHX1 to increase subcellular localization of Na+ in leaf mesophyll cells of cucumber by silicon

    Corresponding author: GONG Hai-jun, E-mail:gongnavy@163.com
  • 摘要:   【目的】   硅可提高植物的耐盐性,但不同植物中硅的耐盐机理并不相同。本文探究了硅对盐胁迫下黄瓜幼苗的氧化损伤、Na+积累和激素水平的影响,阐明硅提高黄瓜耐盐性的机制。   【方法】   以基因型为Mch-4的黄瓜幼苗为试材,进行了水培试验。营养液中NaCl的胁迫浓度为65 mmol/L,施硅水平为Na2SiO3·9H2O 0.3 mmol/L。在处理10天后,测定了黄瓜幼苗的生物量、Na+含量与分配、Na+转运相关基因表达水平及激素含量。   【结果】   施硅可改善盐胁迫下黄瓜幼苗的生长、减轻植株的氧化损伤。硅对盐胁迫下黄瓜根系和叶片Na+含量无显著影响,对根和叶中质膜Na+/H+反向转运蛋白基因SOS1、高亲和力钾转运蛋白基因HKT1和编码H+-ATPase基因HA3的表达均影响不大,但促进了液泡膜Na+/H+反向转运蛋白基因NHX1的表达。对盐胁迫下黄瓜叶片Na+的亚细胞定位发现,硅处理使叶绿体中Na+含量下降,而液泡中Na+含量升高。硅处理提高了盐胁迫植株根和叶片中赤霉素、生长素和细胞分裂素的水平。   【结论】   施硅可提高液泡膜Na+/H+反向转运蛋白基因NHX1的表达,将Na+区隔化于液泡中,进而降低叶绿体中的Na+含量,缓解盐胁迫下黄瓜幼苗的氧化损伤;硅还诱导产生了较高的赤霉素、生长素和细胞分裂素水平,其调控Na+积累和黄瓜幼苗的氧化损伤机理还需进一步研究。
  • 图 1  施硅对盐胁迫下黄瓜叶片相对电解质渗漏率和丙二醛浓度的影响

    Figure 1.  Effect of silicon on relative electrolyte leakage and MDA concentration in leaves under NaCl stress

    图 2  硅对盐胁迫下黄瓜叶片抗氧化酶活性的影响

    Figure 2.  Effect of silicon on activities of antioxidant enzymes in cucumber leaves under NaCl stress

    Figure 3.  Na+ content in both roots and leaves and distribution of Na+ in chloroplast and vacuoles of leaves

    图 4  硅对黄瓜幼苗叶片和根Na+转运相关基因表达的影响

    Figure 4.  Effect of silicon on the expression levels of genes related to Na+ transporter in cucumber seedlings

    图 5  施硅对黄瓜叶片和根系内源激素含量的影响

    Figure 5.  Effect of silicon addition on the content of endogenous hormone in cucumber leaves and roots

    表 1  基因特异引物

    Table 1.  Gene specific primers used for real-time PCR

    基因Gene序列号Accession no.引物序列Primer Sequence
    EF1EF446145F:ACTTTATCAAGAACATGATTAC
    R:TTCCTTCACAATTTCATCG
    ACSGW881874F:TGGGAAGATTCTTATGAAGTGC
    R:CTCGTCAAATTTACACATTGGT
    SOS1JQ655747.1F:AGGAAGGTTCAAAGCCTAGTG
    R:CATGAGTAAATGTGGGGTGCA
    NHX1FJ843078.1F:TGCTTTTGCCACCCTTTCA
    R:TTCCAACCAGAACCAATCCC
    HKT1XM_004149630.3F:GTGTCGGGGAAGAAGGAGTG
    R:TTGCCTGCGAGATGACTGAG
    下载: 导出CSV

    表 2  硅对盐胁迫下黄瓜幼苗生物量的影响

    Table 2.  Effect of silicon on biomass of cucumber seedlings under NaCl stress

    处理
    Treatment
    地上部鲜重 (g)
    Shoot FW
    地上部干重 (g)
    Shoot DW
    地下部鲜重 (g)
    Root FW
    地下部干重 (g)
    Root DW
    叶片含水量 (H2O g/ g,DW)
    Leaf water content
    CK13.3292 ± 1.5990 a1.0826 ± 0.1666 a5.9542 ± 1.0064 a0.1996 ± 0.0389 a8.2512 ± 1.0907
    Si14.0348 ± 2.9021 a1.0500 ± 0.2353 a5.6010 ± 1.7260 a0.1722 ± 0.0564 a8.2979 ± 0.6328
    Na3.9023 ± 1.1312 c0.4107 ± 0.1143 c0.8329 ± 0.3587 c0.0436 ± 0.0116 b7.1213 ± 1.1524
    NaSi8.1424 ± 1.7817 b0.7307 ± 0.2499 b2.0304 ± 0.4957 b0.0704 ± 0.0180 b8.6622 ± 0.5758
    注(Note):数据后不同字母表示处理间差异显著 (P < 0.05) Values followed by different letters indicate significant differences among treatments according to Duncan’ s test at P < 0.05.
    下载: 导出CSV
  • [1] Zhu Y X, Gong H J. Beneficial effects of silicon on salt and drought tolerance in plants[J]. Agronomy for Sustainable Development, 2014, 34(2): 455–472. doi:  10.1007/s13593-013-0194-1
    [2] Coskun D, Britto D T, Huynh W Q, et al. The role of silicon in higher plants under salinity and drought stress[J]. Frontiers in Plant Science, 2016, 7: 1072.
    [3] Imtiaz M, Rizwan M S, Mushtaq M A, et al. Silicon occurrence, uptake, transport and mechanisms of heavy metals, minerals and salinity enhanced tolerance in plants with future prospects: A review[J]. Journal of Environmental Management, 2016, 183: 521–529. doi:  10.1016/j.jenvman.2016.09.009
    [4] Liu P, Yin L, Wang S, et al. Enhanced root hydraulic conductance by aquaporin regulation accounts for silicon alleviated salt-induced osmotic stress in Sorghum bicolor L.[J]. Environmental and Experimental Botany, 2015, 111: 42–51. doi:  10.1016/j.envexpbot.2014.10.006
    [5] Zhu Y X, Xu X B, Hu Y H, et al. Silicon improves salt tolerance by increasing root water uptake in Cucumis sativus L[J]. Plant Cell Reports, 2015, 34: 1629–1646. doi:  10.1007/s00299-015-1814-9
    [6] Liang Y, Zhang W, Chen Q, et al. Effects of silicon on H+-ATPase and H+-PPase activity, fatty acid composition and fluidity of tonoplast vesicles from roots of salt-stressed barley (Hordeum vulgare L.)[J]. Environmental and Experimental Botany, 2005, 53(1): 29–37. doi:  10.1016/j.envexpbot.2004.02.010
    [7] Liang Y, Zhang W, Chen Q, et al. Effect of exogenous silicon (Si) on H+-ATPase activity, phospholipids and fluidity of plasma membrane in leaves of salt–stressed barley (Hordeum vulgare L.)[J]. Environmental and Experimental Botany, 2006, 57(3): 212–219. doi:  10.1016/j.envexpbot.2005.05.012
    [8] Zhu Y, Guo J, Feng R, et al. The regulatory role of silicon on carbohydrate metabolism in Cucumis sativus L. under salt stress[J]. Plant Soil, 2016, 406(1/2): 231–249.
    [9] Gong H J, Randall D P, Flowers T J. Silicon deposition in the root reduces sodium uptake in rice (Oryza sativa L.) seedlings by reducing bypass flow[J]. Plant Cell and Environment, 2006, 29: 1970–1979. doi:  10.1111/j.1365-3040.2006.01572.x
    [10] Shi Y, Wang Y, Flowers T J, Gong H. Silicon decreases chloride transport in rice (Oryza sativa L.) in saline conditions[J]. Journal of Plant Physiology, 2013, 170(9): 847–53. doi:  10.1016/j.jplph.2013.01.018
    [11] Fleck A T, Schulze S, Hinrichs M, et al. Silicon promotes exodermal casparian band formation in Si-accumulating and Si-excluding species by forming phenol complexes[J]. PLoS One, 2015, 10(9): e0138555. doi:  10.1371/journal.pone.0138555
    [12] Cooke J, Leishman M R. Is plant ecology more siliceous than we realise?[J]. Trends in Plant Science, 2011, 16(2): 61–68. doi:  10.1016/j.tplants.2010.10.003
    [13] Wang Y, Shen W, Chan Z, et al. Endogenous cytokinin overproduction modulates ROS homeostasis and decreases salt stress resistance in Arabidopsis thaliana[J]. Frontiers in Plant Science, 2015, 6: 1004.
    [14] Yin L, Wang S, Tanaka K, et al. Silicon-mediated changes in polyamines participate in silicon-induced salt tolerance in Sorghum bicolor L.[J]. Plant Cell and Environment, 2016, 39(2): 245–258. doi:  10.1111/pce.12521
    [15] Bosnic P, Bosnic D, Jasnic J, et al. Silicon mediates sodium transport and partitioning in maize under moderate salt stress[J]. Environmental and Experimental Botany, 2018, 155: 681–687. doi:  10.1016/j.envexpbot.2018.08.018
    [16] Zhu J K. Regulation of ion homeostasis under salt stress[J]. Current Opinion in Plant Biology, 2003, 6(5): 441–445. doi:  10.1016/S1369-5266(03)00085-2
    [17] Rus A, Lee B H, Munoz-Mayor A, et al. AtHKT1 facilitates Na+ homeostasis and K+ nutrition in planta[J]. Plant Physiology, 2004, 136(1): 2500–2511. doi:  10.1104/pp.104.042234
    [18] Fukuda A, Nakamura A, Hara N, et al. Molecular and functional analyses of rice NHX-type Na+/H+ antiporter genes[J]. Planta, 2011, 233(1): 175–188. doi:  10.1007/s00425-010-1289-4
    [19] Lee S K, Sohn E Y, Hamayun M, et al. Effect of silicon on growth and salinity stress of soybean plant grown under hydroponic system[J]. Agroforestry Systems, 2010, 80(3): 333–340. doi:  10.1007/s10457-010-9299-6
    [20] Kim Y H, Khan A L, Waqasm S J K, et al. Silicon application to rice root zone influenced the phytohormonal and antioxidant responses under salinity stress[J]. Journal of Plant Growth Regulation, 2014, 33(2): 137–149. doi:  10.1007/s00344-013-9356-2
    [21] Liang X, Wang H, Hu Y, et al. Silicon does not mitigate cell death in cultured tobacco by-2 cells subjected to salinity without ethylene emission[J]. Plant Cell Reports, 2015, 34(2): 331–343. doi:  10.1007/s00299-014-1712-6
    [22] Yin J, Jia J, Lian Z, et al. Silicon enhances the salt tolerance of cucumber through increasing polyamine accumulation and decreasing oxidative damage[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2019, 169: 8–17. doi:  10.1016/j.ecoenv.2018.10.105
    [23] Hoagland D R, Arnon D I. The water-culture method for growing plants without soil[J]. California Agricultural Experiment Station Circular, 1950, 347: 3–32.
    [24] Pei Z F, Ming D F, Liu D, et al. Silicon improves the tolerance to water deficit stress induced by polyethylene glycol in wheat (Triticum aestivum L.) seedlings[J]. Journal of Plant Growth Regulation, 2010, 29(1): 106–115. doi:  10.1007/s00344-009-9120-9
    [25] Shi Y, Zhang Y, Han W H, et al. Silicon enhances water stress tolerance by improving root hydraulic conductance in Solanum lycopersicum L.[J]. Frontiers in Plant Science, 2016, 7: 196.
    [26] Bradford M M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding[J]. Analytical Biochemistry, 1976, 72(1/2): 248–254.
    [27] Gong H, Zhu X, Chen K, et al. Silicon alleviates oxidative damage of wheat plants in pots under drought[J]. Plant Science, 2005, 169(2): 313–321. doi:  10.1016/j.plantsci.2005.02.023
    [28] Hanlon E A. Determination of potassium, calcium, and magnesium in plants by atomic absorption techniques[A]. Plank C O. Plant analysis reference procedures for the southern region of the United States[M]. Southern Cooperative Series Bulletin, 1992, 368: 30–33.
    [29] Migocka M, Papierniak A. Identification of suitable reference genes for studying gene expression in cucumber plants subjected to abiotic stress and growth regulators[J]. Molecular Breeding, 2011, 28(3): 343–357. doi:  10.1007/s11032-010-9487-0
    [30] 武玥. 外源 5-氨基乙酰丙酸 (ALA) 缓解黄瓜幼苗盐胁迫的效果及机理研究[D]. 兰州: 甘肃农业大学博士学位论文, 2018.

    Wu Y. Mechanisms of exogenous 5-aminolevulinic acid (ALA) on alleviating salt stress in cucumber seedlings[D]. Lanzhou: PhD dissertation Gansu Agricultural University, 2018.
    [31] Li J, Liu J, Wang G, et al. A chaperone function of NO CATALASE ACTIVITY1 is required to maintain catalase activity and for multiple stress responses in Arabidopsis[J]. Plant Cell, 2015, 27(3): 908–925. doi:  10.1105/tpc.114.135095
    [32] Calero H A, Aparecida C D, de Mello P R, et al. Silicon attenuates sodium toxicity by improving nutritional efficiency in sorghum and sunflower plants[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2019, 142: 224–233. doi:  10.1016/j.plaphy.2019.07.010
    [33] Al-Huqail A A, Alqarawi A A, Hashem A, et al. Silicon supplementation modulates antioxidant system and osmolyte accumulation to balance salt stress in Acacia gerrardii Benth[J]. Saudi Journal of Biological Sciences, 2019, 26(7): 1856–1864. doi:  10.1016/j.sjbs.2017.11.049
    [34] Flam-Shepherd R, Huynh W Q, Coskun D, et al. Membrane fluxes, bypass flows, and sodium stress in rice: the influence of silicon[J]. Journal of Experimental Botany, 2018, 69: 1679–1692. doi:  10.1093/jxb/erx460
    [35] Ming D F, Pei Z F, Naeem M S, et al. Silicon alleviates PEG-induced water-deficit stress in upland rice seedlings by enhancing osmotic adjustment[J]. Journal of Agronomy and Crop Science, 2012, 198(1): 14–26. doi:  10.1111/j.1439-037X.2011.00486.x
    [36] Gong H J, Chen K M, Chen G C, et al. Effects of silicon on the growth of wheat under drought[J]. Journal of Plant Nutrition and Soil Science, 2003, 26: 1055–1063.
    [37] Foyer C H, Descourvoeres P, Kunert K J. Protect ion against oxygen radicals: An important defense mechanism studied in transgenic plants[J]. Plant Cell and Environment, 1994, 17(5): 507–523. doi:  10.1111/j.1365-3040.1994.tb00146.x
    [38] Al-aghabary K, Zhu Z J, Shi Q H. Influence of silicon supply on chlorophyll content, chlorophyll fluorescence, and antioxidative enzyme activities in tomato plants under salt stress[J]. Journal of Plant Nutrition, 2004, 27: 2101–2115. doi:  10.1081/PLN-200034641
    [39] Sivanesan I, Jeong B R. Silicon promotes adventitious shoot regeneration and enhances salinity tolerance of ajuga multiflora bunge by altering activity of antioxidant enzyme[J]. The Scientific World Journal, 2013, 2014(1): 1–10.
    [40] Farhangi-Abriz S, Torabian S. Nano-silicon alters antioxidant activities of soybean seedlings under salt toxicity[J]. Protoplasma, 2018, 255: 953–962. doi:  10.1007/s00709-017-1202-0
    [41] Das K, Roychoudhury A. Reactive oxygen species (ROS) and response of antioxidants as ROS-scavengers during environmental stress in plants[J]. Frontiers in Environmental Science, 2014, 5(7): 104–115.
    [42] Munns R, Tester M. Mechanisms of salinity tolerance[J]. Annual Review of Plant Biology, 2008, 59(1): 651–681. doi:  10.1146/annurev.arplant.59.032607.092911
    [43] Tuna A L, Kaya C, Higgs D, et al. Silicon improves salinity tolerance in wheat plants[J]. Environmental and Experimental Botany, 2008, 62(1): 10–16. doi:  10.1016/j.envexpbot.2007.06.006
    [44] Zhu J K. Plant salt tolerance[J]. Trends Plant Science, 2001, 6(2): 66–71. doi:  10.1016/S1360-1385(00)01838-0
    [45] Zhang X, Zhang W, Lang D, et al. Silicon improves salt tolerance of Glycyrrhiza uralensis Fisch. by ameliorating osmotic and oxidative stresses and improving phytohormonal balance[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2018, 25(26): 25916–25932. doi:  10.1007/s11356-018-2595-9
    [46] Kim Y H, Khan A L, Kim D H, et al. Silicon mitigates heavy metal stress by regulating P-type heavy metal ATPases, Oryza sativa low silicon genes, and endogenous phytohormones[J]. BMC Plant Biology, 2014, 14(1): 1–13. doi:  10.1186/1471-2229-14-1
    [47] Ross J J, Murfet I C, Reid J B. Gibberellin mutants[J]. Physiologia Plantarum, 1997, 100(3): 550–560. doi:  10.1111/j.1399-3054.1997.tb03060.x
    [48] Hedden P, Phillips A L. Gibberellin metabolism: new insights revealed by the genes[J]. Trends in Plant Science, 2000, 5(12): 523–530. doi:  10.1016/S1360-1385(00)01790-8
    [49] Hamayun M, Sohn E Y, Khan S A, et al. Silicon alleviates the adverse effects of salinity and drought stress on growth and endogenous plant growth hormones of soybean (Glycine Max L.)[J]. Pakistan Journal of Botany, 2010, 42(3): 1713–1722.
    [50] Zürcher E, Müller B. Cytokinin synthesis, signaling, and function-advances and new insights[J]. International Review of Cell and Molecular Biology, 2016, 324: 1–38. doi:  10.1016/bs.ircmb.2016.01.001
    [51] 黎家, 李传友. 新中国成立 70 年来植物激素研究进展[J]. 中国科学(生命科学), 2019, 49(10): 1227–1281. Li J, Li C Y. Seventy-year major research progress in plant hormones by Chinese scholars[J]. Scientia Sinica Vitae, 2019, 49(10): 1227–1281.
    [52] Emenecker R J, Strader L C. Auxin-abscisic acid interactions in plant growth and development[J]. Biomolecules., 2020, 10(2): 281. doi:  10.3390/biom10020281
    [53] Fahad S, Hussain S, Matloob A. et al Phytohormones and plant responses to salinity stress: A review[J]. Plant Growth Regulation., 2015, 75: 391–404. doi:  10.1007/s10725-014-0013-y
    [54] Behl R, Jeschke W D. Influence of abscisic acid on unidirectional fluxes and intracellular compartmentation of K+ and Na+ in excised barley root segments[J]. Physiologia Plantarum, 1981, 53(2): 95–100. doi:  10.1111/j.1399-3054.1981.tb04116.x
    [55] Shi H, Zhu J-K. Regulation of expression of the vacuolar Na+/H+ antiporter gene AtNHX1 by salt stress and abscisic acid[J]. Plant Molecular Biology, 2002, 50(3): 543–550. doi:  10.1023/A:1019859319617
    [56] Shu K, Qi Y, Chen F, et al. Salt stress represses soybean seed germination by negatively regulating GA biosynthesis while positively mediating ABA biosynthesis[J]. Frontiers in Plant Science, 2017, 8: 1372. doi:  10.3389/fpls.2017.01372
    [57] Khan M N, Siddiqui M H, Mohammad F, et al. Calcium chloride and gibberellic acid protect linseed (Linum usitatissimum L.) from NaCl stress by inducing antioxidative defense system and osmoprotectant accumulation[J]. Acta Physiologiae Plantarum, 2010, 32(1): 121–132. doi:  10.1007/s11738-009-0387-z
    [58] Iqbal N, Umar S, Khan N A, et al. A new perspective of phytohormones in salinity tolerance, regulation of proline metabolism[J]. Environmental and Experimental Botany, 2014, 100: 34–42. doi:  10.1016/j.envexpbot.2013.12.006
    [59] Ryu H, Cho Y G. Plant hormones in salt stress tolerance[J]. Journal of Plant Biology, 2015, 58(3): 147–155. doi:  10.1007/s12374-015-0103-z
    [60] Pavlović I, Pěnčík A, Novák O, et al. Short-term salt stress in Brassica rapa seedlings causes alterations in auxin metabolism[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2018, 125: 74–84. doi:  10.1016/j.plaphy.2018.01.026
    [61] Gujjar R S, Supaibulwatana K. The mode of cytokinin functions assisting plant adaptations to osmotic stresses[J]. Plants, 2019, 8(12): 542. doi:  10.3390/plants8120542
    [62] Nishiyama R, Watanabe, Y, Fujita Y, et al. Analysis of cytokinin mutants and regulation of cytokinin metabolic genes reveals important regulatory roles of cytokinins in drought, salt and abscisic acid responses, and abscisic acid biosynthesis[J]. Plant Cell, 2011, 23: 2169–2183. doi:  10.1105/tpc.111.087395
    [63] Helaly M N, El-Hoseiny H, El-Sheery N I, et al. Regulation and physiological role of silicon in alleviating drought stress of mango[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2017, 118: 31–44. doi:  10.1016/j.plaphy.2017.05.021
    [64] Hosseini S A, Rad S N, Ali N, et al. The ameliorative effect of silicon on maize plants grown in Mg-deficient conditions[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2019, 20(4): 969–990. doi:  10.3390/ijms20040969
    [65] Ellouzi H, Hamed K B, Cela J, et al. Increased sensitivity to salt stress in tocopherol- deficient Arabidopsis mutants growing in a hydroponic system[J]. Plant Signaling and Behavior, 2013, 8(2): e23136. doi:  10.4161/psb.23136
    [66] De Domenico S, Taurino M, Gallo A, et al. Oxylipin dynamics in Medicago truncatula in response to salt and wounding stresses[J]. Physiologia Plantarum, 2019, 165(2): 198–208. doi:  10.1111/ppl.12810
    [67] Liang Y, Sun W, Zhu Y, et al. Mechanisms of silicon-mediated alleviation of abiotic stresses in higher plants: A review[J]. Environmental Pollution, 2007, 147(2): 422–428. doi:  10.1016/j.envpol.2006.06.008
    [68] Zhao D, Hao Z, Tao J, et al. Silicon application enhances the mechanical strength of inflorescence stem in herbaceous peony (Paeonia lactiflora Pall)[J]. Scientia Horticulturae, 2013, 151: 165–172. doi:  10.1016/j.scienta.2012.12.013
  • [1] 闫国超樊小平谭礼尹昌梁永超 . 盐胁迫下添加外源硅可有效提高水稻抗氧化酶活性与钠钾平衡相关基因的表达. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.20154
    [2] 潘晓雪胡明瑜蒋晓英白文钦官玲吴红雷开荣 . 过量表达盐芥TsIPK2基因增强转基因水稻耐盐性. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.18144
    [3] 朱永兴夏雨晨刘乐承尹军良马东方 . 外源硅对植物抗盐性影响的研究进展. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.18094
    [4] 耿杰张琳捷岳小红曹靖代立兰蔡锐唐让云 . 铵态氮和硝态氮调节盐胁迫豌豆幼苗生长和根系呼吸的作用. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.17314
    [5] 刘红芳宋阿琳范分良李兆君梁永超 . 高供氮水平下不同硅肥对水稻茎秆特征的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.17485
    [6] 李伟韩娇黄升财何蕊王冰程宪国 . 小盐芥 TsPIP1;1TsTIP1;1 基因增强转基因水稻耐盐性. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.17063
    [7] 曹逼力李炜蔷徐坤 . 干旱胁迫下硅对番茄叶片光合荧光特性的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.14501
    [8] 徐娜辛士超强晓晶于国红马雪峰程宪国* . 番茄SlMIP基因参与转基因拟南芥的渗透调节. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2014.0122
    [9] 宁东峰梁永超 , . 硅调节植物抗病性的机理:进展与展望. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2014.0525
    [10] 张振华刘强宋海星荣湘民Abdelbagi M.Ismail . 水稻生长、根系生理特性和ABA含量的基因型差异与耐盐性的关系. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2011.0442
    [11] 张国良丁原王清清戴其根黄慧宇霍中洋张洪程 . 硅对水稻几丁质酶和β-1,3-葡聚糖酶活性的影响及其与抗纹枯病的关系. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2010.0312
    [12] 李青松周春菊尚浩博王林权 . 盐胁迫下蒸腾对冬小麦地上部钠积累的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2009.0105
    [13] 孙万春薛高峰张杰范琼花葛高飞李兆君梁永超 . 硅对水稻病程相关蛋白活性和酚类物质含量的影响及其与诱导抗性的关系 . 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2009.0404
    [14] 范琼花孙万春李兆君梁永超 . 硅对短期低温胁迫小麦叶片光合作用及其主要相关酶的影响 . 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2009.0308
    [15] 丁燕芳梁永超朱佳李兆君 . 硅对干旱胁迫下小麦幼苗生长及光合参数的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2007.0319
    [16] 钱琼秋朱祝军何勇 . 硅对盐胁迫下黄瓜根系线粒体呼吸作用及脂质过氧化的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2006.0620
    [17] 甘秀芹江立庚徐建云董登峰韦善清 . 水稻的硅素积累与分配特性及其基因型差异. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2004.0516
    [18] 朱新广王强张其德卢从明匡廷云 . 冬小麦光合功能对盐胁迫的响应. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2002.0209
    [19] 周卫林葆 . 苹果幼果组织钙运输途径与激素调控. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.2000.0214
    [20] 何萍金继运 . 氮钾营养对春玉米叶片衰老过程中激素变化与活性氧代谢的影响. 植物营养与肥料学报, doi: 10.11674/zwyf.1999.0401
  • 加载中
WeChat 点击查看大图
图(5)表(2)
计量
  • 文章访问数:  41
  • HTML全文浏览量:  43
  • 被引次数: 0
出版历程
  • 收稿日期:  2020-04-09

硅提高黄瓜液泡膜Na+/H+反向转运蛋白基因NHX1的表达及强化Na+在液泡中的区隔效应

    作者简介:缑天韵 E-mail:gtygougou@nwafu.edu.cn
    通讯作者: 宫海军, gongnavy@163.com
  • 1. 陕西省蔬菜工程技术研究中心/西北农林科技大学园艺学院,陕西杨凌 712100
  • 2. 长江大学园艺园林学院,湖北荆州 434025
  • 基金项目: 国家自然科学基金项目(31772290);陕西省重点研发计划特色产业创新链项目(2019TSLNY01-02)。
  • 摘要:    【目的】   硅可提高植物的耐盐性,但不同植物中硅的耐盐机理并不相同。本文探究了硅对盐胁迫下黄瓜幼苗的氧化损伤、Na+积累和激素水平的影响,阐明硅提高黄瓜耐盐性的机制。   【方法】   以基因型为Mch-4的黄瓜幼苗为试材,进行了水培试验。营养液中NaCl的胁迫浓度为65 mmol/L,施硅水平为Na2SiO3·9H2O 0.3 mmol/L。在处理10天后,测定了黄瓜幼苗的生物量、Na+含量与分配、Na+转运相关基因表达水平及激素含量。   【结果】   施硅可改善盐胁迫下黄瓜幼苗的生长、减轻植株的氧化损伤。硅对盐胁迫下黄瓜根系和叶片Na+含量无显著影响,对根和叶中质膜Na+/H+反向转运蛋白基因SOS1、高亲和力钾转运蛋白基因HKT1和编码H+-ATPase基因HA3的表达均影响不大,但促进了液泡膜Na+/H+反向转运蛋白基因NHX1的表达。对盐胁迫下黄瓜叶片Na+的亚细胞定位发现,硅处理使叶绿体中Na+含量下降,而液泡中Na+含量升高。硅处理提高了盐胁迫植株根和叶片中赤霉素、生长素和细胞分裂素的水平。   【结论】   施硅可提高液泡膜Na+/H+反向转运蛋白基因NHX1的表达,将Na+区隔化于液泡中,进而降低叶绿体中的Na+含量,缓解盐胁迫下黄瓜幼苗的氧化损伤;硅还诱导产生了较高的赤霉素、生长素和细胞分裂素水平,其调控Na+积累和黄瓜幼苗的氧化损伤机理还需进一步研究。

    English Abstract

    • 土壤盐渍化为主要的非生物胁迫之一,造成作物减产。施用外源物质是提高作物的耐盐性、从而提高其产量的重要手段之一。硅是一种有益元素,不仅可改善植物的生长、促进对养分的吸收,而且能提高植物对各种生物和非生物胁迫的抗性。大量研究显示,施硅可促进盐胁迫下植物的生长[1-2]。研究表明,硅在植物表面的沉积可降低植株的蒸腾作用[3],从而降低盐胁迫下植物的蒸腾失水、改善植物的水分状况[2];除了调节蒸腾,硅还可促进盐胁迫下植物根系水孔蛋白的表达,促进水分吸收[4-5];提高盐胁迫下植物的抗氧化防御能力,降低氧化损伤,从而维持细胞结构和膜系统的完整性 [6-8]。植物的抗氧化防御系统包括抗氧化酶 (如超氧化物歧化酶SOD、过氧化氢酶CAT、过氧化物酶POD、抗坏血酸过氧化物酶APX等) 和非酶性抗氧化物质 (如抗坏血酸、谷胱甘肽等)。施硅还可降低部分植物的Na+和Cl-积累,降低离子毒害,同时它还可提高植物的K+含量,促进植物体内K+和Na+的平衡[2]

      硅对盐胁迫下植物盐离子运输的影响已有较多报道发现。在盐胁迫下,硅可降低水稻Na+和Cl-的质外体运输,从而降低水稻Na+和Cl-的积累[9-10]。这可能与硅在水稻根内皮层的沉积及促进内皮层凯氏带发育所导致的机械障碍 (物理机制) 有关[9,11],从而抑制了盐离子运输。除了机械障碍,硅缓解植物的盐害还与正硅酸所诱导的生化功能有关[12]。较早前Liang等[7]的研究发现,硅可促进盐胁迫下大麦根的质膜H+-ATPase活性,暗示这可能与硅促进大麦根对K+的吸收和降低Na+吸收有关。Wang等[13]和Yin等[14]分别在黄瓜和高粱中研究发现,硅可促进植株中多胺的积累;黄瓜和高粱中多胺的积累可抑制Na+吸收和促进K+积累。虽然有不少研究发现,硅可降低盐胁迫下植物组织中的Na+含量,但也有不同研究结果的报道。例如,Zhu等[5]报道,硅可提高黄瓜品种‘JinYou 1’和‘Jinchun 5’的耐盐性;盐胁迫15 天后,施用硅使黄瓜‘Jinyou 1’品种的根系和地上部Na+积累略有降低,但在‘Jinchun 5’品种中,施用硅对Na+积累没有显著影响。Bosnic等[15]在玉米中也发现,硅可提高其耐盐性,但促进了Na+在叶片中积累。可见,硅对植物盐离子积累的影响与基因型有关。Na+在植物体内的运输过程中,位于质膜上的盐超敏感蛋白 (SOS1) 和高亲和性钾转运体 (HKT) 及位于液泡膜的Na+/H+反转运蛋白 (NHX) 发挥着重要的作用。SOS1介导Na+的外排,降低Na+的吸收或促进Na+的木质部登载[16]。HKT负责将登载进入根木质部的Na+回收至木质部薄壁细胞中[17],从而降低木质部登载。NHX则负责将Na+区隔于液泡,降低其对其它细胞器的离子毒害[18]。然而,关于硅对这些Na+转运相关基因表达及Na+区隔化影响的研究很少。直到最近,Bosnic等[15]报道,在盐胁迫下,施硅可上调玉米根尖、皮层和中柱细胞中ZmSOS1的表达,但抑制中柱细胞中ZmHKT1的表达,从而促进Na+外排及其木质部登载。同时,他们还发现,施硅可上调其叶肉细胞中ZmNHX的表达,促进Na+区隔化于液泡,减少Na+在叶绿体中的积累,从而减轻了叶绿体所受的盐胁迫伤害。该研究表明,硅对Na+转运相关基因SOSHTKNHX的表达有调控作用。然而,由于在不同植物中硅对Na+积累的调控作用不同,该机理尚有待在不同植物中验证。

      此外,激素也参与了硅的耐盐性响应。Lee等[19]报道,硅可抑制盐胁迫下大豆中ABA水平的升高,但提高了赤霉素 (GA) 水平。Kim等[20]发现,硅处理使盐胁迫水稻根的ABA水平升高,而茉莉酸水平下降。Liang等[21]研究认为,乙烯参与了硅缓解盐胁迫下烟草悬浮细胞的死亡过程,但Yin等[14]发现,硅降低了盐胁迫高粱中乙烯的合成而促进多胺积累。然而,目前有关硅对盐胁迫等逆境下激素调控的研究仍然较少,并且对激素在其中的调控作用尚不清楚,加之不同植物中硅的作用机理并不相同[1],仍需针对具体作物进一步探讨。一些研究从盐离子吸收、光合作用、水分吸收、维持氧化还原稳态角度解释了硅缓解黄瓜盐胁迫伤害的机理[5, 22],而有关硅对Na+的分布及其转运相关基因表达的影响尚不清楚,硅对植物激素水平的调控和作用亦有待探讨。本研究以黄瓜为材料,分析了硅对盐胁迫下黄瓜幼苗的生长、氧化损伤、Na+积累和内源植物激素水平的影响。

      • 所用黄瓜基因型为Mch-4,由西北农林科技大学园艺学院孟焕文老师提供,并自行扩繁。种子经温汤浸种15 min后置于铺设湿润滤纸的培养皿中,于28℃黑暗催芽。萌发后播种于基质 (草炭∶蛭石∶珍珠岩为2∶1∶1) 中育苗。待两叶一心时定植于装有珍珠盐的盆中 (8 cm × 8 cm × 10 cm),并浇灌1/2强度的Hoagland营养液 (pH 5.8)[23]。完全营养液的成分为:KNO3 6 mmol/L、Ca(NO3)2 4 mmol/L、MgSO4 2 mmol/L、NH4H2PO4 1 mmol/L、H3BO3 46.24 μmol/L、MnCl2 7.73 μmol/L、ZnSO4 0.77 μmol/L、CuSO4 0.20 μmol/L、Na2MoO4 0.45 μmol/L及EDTAFeNa 71.24 μmol/L。以稀H2SO4或稀NaOH调节pH。

        定植后缓苗5 天,在营养液中添加Na2SiO3·9H2O 0.3 mmol/L进行硅预处理。硅预处理7 天后设置以下4个处理:1) 对照 (CK);2) Si 0.3 mmol/L (Si0.3);3) NaCl 65 mmol/L (Na);4) NaCl 65 mmol/L + Si 0.3 mmol/L (NaSi0.3)。为避免盐应激,每12 h以32.5 mmol/L的增量添加NaCl,直至达到65 mmol/L的终浓度。17 天后取根系和从顶部向下数第三片完全展开叶,以去离子水快速洗净、吸水纸吸干后液氮速冻,然后储存于–80℃冰箱备用。

      • 盐胁迫处理17 天后将黄瓜植株分成地上部和根系,测定其鲜重 (FW),同时单独取生长点下第二片完全展开叶测定其鲜重;然后于烘箱中80℃干燥48 h后测定干重 (DW)。每个处理6个生物学重复。按如下公式计算第二片完全展开叶的含水量:叶片含水量 (H2O g/g,DW) = (FW–DW)/DW。

      • 根据Pei 等[24]的方法测定电解质渗漏率。丙二醛 (MDA) 含量的测定按照Shi等[25]的方法,通过硫代巴比妥酸反应测定。根据Bradford[26]的方法测定蛋白质含量。抗氧化酶的活性根据Gong等[27]的方法测定:SOD活性用氮蓝四唑法测定;POD活性通过监测愈创木酚的氧化速率进行测定,记录反应溶液在470 nm (E = 26.6 L/(mol·cm)) 的吸光度的变化来计算反应速率;CAT活性通过记录H2O2在240 nm (E = 39.4 L/(mol·cm)) 的分解速率来测定;APX活性通过测定285 nm [E = 2.8 L/(mol·cm)]下H2O2依赖性抗坏血酸盐的氧化速率来确定。除电解质渗漏率测定为4个生物学重复外,其余分析均为3个生物学重复。

      • 参考Hanlon[28]的方法,取干样0.1 g加入5 mL HNO3和1 mL H2O2溶液,于250℃消煮,以原子吸收分光光度计 (PinAAcle500,PerkinElmer,美国) 进行测定。每个处理5个生物学重复。

      • DMSO溶液制备2 mM Sodium GreenTM四乙酸盐原液 (S-6901,Molecular Probes,美国;由UC Davis植物科学系Eduardo Blumwald教授馈赠),以2.5 mM MES(pH 6.5) 稀释至10 μmol/L备用。取不同处理幼苗的第三叶位叶片,剪成3 mm × 3 mm大小放入1.5 mL离心管中,加入200 μL上述Na+荧光染料,室温孵育1.5 h。将孵育后的样品用2.5 mmol/L MES(pH 6.5) 溶液快速洗涤后浸泡于此溶液中,用激光共聚焦显微镜 (Leica TCS SP8,Leica Microsystems GmbH,德国) 进行观察并拍照。激发波长为488 nm,发射波长为510~560 nm[15]。用Image J软件分析Na+在叶肉细胞叶绿体和液泡中所对应的钠绿荧光相对值。由于液泡占据细胞质中的大部分体积,参考Bosnic等[15]的方法默认叶绿体之外的细胞内其它部分为液泡所占据。每个处理取三棵幼苗,分析至少15个细胞。

      • 根和叶片总RNA提取按试剂盒 (Omega,Norcross,USA) 说明书进行。cDNA合成使用诺唯赞反转录试剂盒 (Vazyme,南京) 进行。定量PCR所用试剂购自诺唯赞公司 (Vazyme,南京),反应程序参考说明书进行。所用仪器为Life Technologies公司 (美国) 的QuantStudio®5。内参EF1CACS引物序列参考Migocka 和 Papierniak[29]SOS1NHX1的引物参考文献[30]HKT1根据NCBI primer-blast进行设计。引物由上海生物工程股份有限公司合成,信息如表1

        表 1  基因特异引物

        Table 1.  Gene specific primers used for real-time PCR

        基因Gene序列号Accession no.引物序列Primer Sequence
        EF1EF446145F:ACTTTATCAAGAACATGATTAC
        R:TTCCTTCACAATTTCATCG
        ACSGW881874F:TGGGAAGATTCTTATGAAGTGC
        R:CTCGTCAAATTTACACATTGGT
        SOS1JQ655747.1F:AGGAAGGTTCAAAGCCTAGTG
        R:CATGAGTAAATGTGGGGTGCA
        NHX1FJ843078.1F:TGCTTTTGCCACCCTTTCA
        R:TTCCAACCAGAACCAATCCC
        HKT1XM_004149630.3F:GTGTCGGGGAAGAAGGAGTG
        R:TTGCCTGCGAGATGACTGAG

        数据采用2–ΔCT法进行计算,每个处理3次重复。表达量差异高于两倍以上则认为存在显著差异。

      • 取已处理14天植株第三片完全展开叶及根系。酶联免疫法测定激素含量,由中国农业大学作物化控中心何钟佩教授实验室完成,测定激素种类有脱落酸 (ABA)、赤霉素 (GA3、GA4)、生长素 (IAA) 和细胞分裂素 (玉米素核苷ZR、异戊烯基腺嘌呤IPA)。每个处理为3个生物学重复。

      • 用Excel 2010中的t检验对数据进行两个处理间的比较分析;用SPSS软件 (版本22.0,SPSS,Inc.,USA) 对数据进行单因素方差分析。当F检验显著 (P < 0.05) 时,均值通过Duncan多重比较法进行统计分析。

      • 在非胁迫条件下,硅对黄瓜的生物量和叶片含水量没有影响;盐胁迫显著抑制了幼苗的生长,地上部和根系的干鲜重及叶片含水量均显著下降 (表2)。与单独盐胁迫相比,盐加硅处理后黄瓜幼苗的生物量和叶片含水量均明显增加 (表2)。结果表明,硅可改善盐胁迫下黄瓜幼苗的生长、改善植株的水分状况。

        表 2  硅对盐胁迫下黄瓜幼苗生物量的影响

        Table 2.  Effect of silicon on biomass of cucumber seedlings under NaCl stress

        处理
        Treatment
        地上部鲜重 (g)
        Shoot FW
        地上部干重 (g)
        Shoot DW
        地下部鲜重 (g)
        Root FW
        地下部干重 (g)
        Root DW
        叶片含水量 (H2O g/ g,DW)
        Leaf water content
        CK13.3292 ± 1.5990 a1.0826 ± 0.1666 a5.9542 ± 1.0064 a0.1996 ± 0.0389 a8.2512 ± 1.0907
        Si14.0348 ± 2.9021 a1.0500 ± 0.2353 a5.6010 ± 1.7260 a0.1722 ± 0.0564 a8.2979 ± 0.6328
        Na3.9023 ± 1.1312 c0.4107 ± 0.1143 c0.8329 ± 0.3587 c0.0436 ± 0.0116 b7.1213 ± 1.1524
        NaSi8.1424 ± 1.7817 b0.7307 ± 0.2499 b2.0304 ± 0.4957 b0.0704 ± 0.0180 b8.6622 ± 0.5758
        注(Note):数据后不同字母表示处理间差异显著 (P < 0.05) Values followed by different letters indicate significant differences among treatments according to Duncan’ s test at P < 0.05.
      • 在非胁迫条件下,加硅对黄瓜幼苗叶片的电解质渗漏率和MDA含量均无显著影响 (图1)。与对照相比,单独盐胁迫后叶片的电解质渗漏率和MDA含量均显著升高;加硅处理显著降低了胁迫植株的电解质渗漏率和MDA含量 (图1)。结果表明,硅处理降低了盐胁迫下黄瓜幼苗的氧化损伤程度。

        图  1  施硅对盐胁迫下黄瓜叶片相对电解质渗漏率和丙二醛浓度的影响

        Figure 1.  Effect of silicon on relative electrolyte leakage and MDA concentration in leaves under NaCl stress

        与对照相比,单独施硅对黄瓜叶片的SOD、CAT、POD和APX活性均无显著影响 (图2),而盐胁迫下SOD和POD的活性均显著上升 (图2-AB),CAT和APX的活性则显著下降。在盐胁迫下,加硅后叶片的SOD和POD活性显著下降,APX活性则升高,而CAT活性变化不显著。

        图  2  硅对盐胁迫下黄瓜叶片抗氧化酶活性的影响

        Figure 2.  Effect of silicon on activities of antioxidant enzymes in cucumber leaves under NaCl stress

      • 黄瓜幼苗根系及叶片 (第二叶位)Na+含量的测定结果 (图3A) 表明,加硅后二者的Na+浓度均无明显变化 (图3A)。对叶片Na+的亚细胞定位发现,加硅后叶绿体中的Na+荧光信号由强 (图3-BD) 变弱 (图3-CE)。利用Image J软件对液泡和叶绿体中的钠绿荧光强度计算后发现,与单独盐胁迫相比,加硅使胁迫植株叶绿体中的Na+含量减少、而液泡中显著升高 (图3F)。

        Figure 3.  Na+ content in both roots and leaves and distribution of Na+ in chloroplast and vacuoles of leaves

      • 与对照相比,单独加硅、单独盐胁迫和盐胁迫加硅处理后叶片中SOS1的表达量均略有下降 (图4A);而在根系中,SOS1的表达在四个处理间差异不大 (未达两倍差异)(图4D)。与对照相比,无论是单独盐胁迫还是盐胁迫加硅处理,叶片中HKT1的表达量均显著下调,而硅处理对胁迫下HKT1的表达没有影响 (图4B)。在根中,与对照相比,除单独加硅使HKT1表达量显著上升外,其余处理对该基因的表达无明显影响 (图4E)。在非胁迫条件下,硅处理对叶和根中NHX1表达均影响不大 (图4-CF)。在盐胁迫下,该基因在叶片中表达升高、而根中下降;硅处理可提高胁迫植株根和叶片中NHX1的表达量 (图4-CF)。

        图  4  硅对黄瓜幼苗叶片和根Na+转运相关基因表达的影响

        Figure 4.  Effect of silicon on the expression levels of genes related to Na+ transporter in cucumber seedlings

      • 在非胁迫条件下,硅处理使叶片ABA、GA4、IAA、ZR和JA含量有所升高 (图5-ACDEG),而GA3和IPA含量减少 (图5-BF)。在盐胁迫下,除GA3含量降低外,其余激素的含量均显著升高。与单独盐胁迫相比,加硅使胁迫植株叶片的ABA和JA的含量显著下降 (图5-AG),GA3、IAA、ZR和IPA的含量显著升高 (图5-BD-F),而GA4含量保持不变。

        图  5  施硅对黄瓜叶片和根系内源激素含量的影响

        Figure 5.  Effect of silicon addition on the content of endogenous hormone in cucumber leaves and roots

        与对照相比,单独施硅使黄瓜根系中的GA3、GA4、ZR和JA的含量均显著升高 (图5-BCEG),IPA的含量略有下降 (图5F),而ABA和IAA含量保持不变 (图5-AD)。与对照相比,盐胁迫下根系GA3、IAA和IPA的含量均下降 (图5-BDF),GA4和ZR含量略有上升 (图5-CE),而ABA和JA的含量没有变化 (图5-AG)。在盐胁迫下,除ABA没有显著变化外,施硅使根系中其它内源激素含量均显著升高,其中以IAA、ZR和JA含量变化幅度最大 (图5-DEG)。

      • 硅可改善盐胁迫下不同植物的生长。Li等[31]发现,在盐胁迫下,加硅可提高番茄根系和地上部的干重,在高粱、向日葵和金合欢树中均观察到类似的现象[32-33]。本研究以珍珠岩为基质,虽然珍珠岩的主要组分是硅,但硅主要以不溶性的二氧化硅形式存在,不能被植物所吸收。在我们的预试验中发现,减缓黄瓜盐害的最适硅浓度为0.3 mmol/L;硅处理可同时改善盐胁迫下黄瓜根系和地上部的生长 (表2)。但Bosnic等[15]发现,盐胁迫可抑制玉米地上部和根系的生长,而硅处理仅对盐胁迫植株地上部的生长有显著改善作用,对根系生长的改善作用不明显。Flam-Shepherd等[34]发现,施硅显著增加了不同盐浓度下水稻两个品种 (IR29,Pokkali) 地上部的鲜重,而对根的影响在两个品种中不一致。可见,硅对盐胁迫下根系和地上部生长的影响不同可能与植物种类和品种有关。前人在水稻、小麦和番茄等作物上的研究发现,硅可提高胁迫下植物的叶片含水量、相对含水量及水势[25,35-36]。本研究也发现,盐胁迫后黄瓜植株的含水量下降,而加硅后明显升高 (表2)。以上结果表明,硅可改善盐胁迫下植株的水分状况,缓解盐胁迫造成的黄瓜幼苗生长的抑制,增强其对盐胁迫的耐受性。

        在正常条件下,植物体内活性氧 (reactive oxygen species,ROS) 的产生和清除之间维持着平衡。盐胁迫等不利环境会打破这种平衡,引起ROS积累,导致蛋白质、脂质、核酸等功能分子的氧化损伤。电解质渗漏率和MDA含量是衡量植物氧化损伤的重要指标[31]。在本试验条件下,盐胁迫下黄瓜叶片的电解质渗漏率和MDA的水平显著升高,而盐胁迫下加硅后二者均有所降低 (图1),表明硅可在一定程度上缓解盐胁迫造成的氧化损伤。抗氧化酶系统可清除植物体内过量的ROS[37]。SOD为植物体内抗氧化的第一道防线,可将过量的超氧化物歧化为H2O2和O2;CAT和POD负责将H2O2分解为H2O和O2;APX可通过抗坏血酸盐-谷胱甘肽循环清除H2O2[27]。大量研究表明,硅可调控胁迫下植物的抗氧化酶活性[1]。例如,Al-aghabary等[38]报道,硅可提高盐胁迫下番茄的SOD和CAT活性、降低POD活性。Sivanesan和Jeong[39]发现,在多花筋骨草 (Ajuga multiflora) 叶片中,盐胁迫下SOD活性显著降低,而POD、CAT和APX活性升高;加硅后除SOD活性上升外,其余活性均显著下降。Farhangi-Abriz和Torabian[40]观察到,加硅进一步促进了盐胁迫下大豆的根和叶中SOD、CAT、POD和APX的活性的增加。在本研究中,盐胁迫后SOD、POD和CAT活性均显著升高,而APX活性则下降;与单独盐胁迫相比,盐胁迫下加硅后植株的SOD和POD活性显著降低,而CAT活性不变 (图2)。APX为清除叶绿体H2O2的关键酶[41],施硅后相比单独盐胁迫其酶活显著升高,同时加硅使胁迫下叶绿体中Na+荧光强度显著下降 (图3F)。以上研究表明,硅对抗氧化酶活性的影响在不同植物中不同,也可能与胁迫强度和胁迫持续时间有关。尽管如此,在不同植物中的研究均显示,硅可缓解盐胁迫诱导植物的氧化损伤[1]。在本研究中,施硅可通过减少盐胁迫植株叶绿体的Na+积累、增强APX活性以促进清除叶绿体中过量H2O2而减少叶绿体的氧化损伤;而SOD和POD活性的下降可能与其氧化损伤减轻和对ROS清除的需求减少有关。

      • 在盐胁迫下,植物可通过以下机制来维持正常生理代谢所需的离子稳态:1) 减少Na+的吸收和积累,包括减少根的吸收和木质部登载,减小其对地上部的毒害;2) 将大部分Na+区隔于液泡内,减少其对细胞质的毒害并促进细胞吸收水分[42]。一些研究发现,减少根或地上部Na+的积累是硅缓解植物盐害的重要机理之一。例如,Tuna等[43]报道,加硅显著降低了盐胁迫小麦植株地上部和根中的Na+浓度。Gong等[9]发现,加硅对盐胁迫下水稻根系的Na+含量没有影响,但降低了地上部的Na+含量。Calero等[32]发现,施硅降低了盐胁迫向日葵根系的Na+含量,而对地上部Na+含量没有影响。然而在本研究中,加硅对盐胁迫下黄瓜品种Mch-4根系和叶片中的Na+浓度均无显著影响 (图3A)。Zhu等[5]也发现,硅处理可提高黄瓜品种‘JinChun 5’的耐盐性,但对其根系和地上部Na+积累无明显影响。Bosnic等[15]报道,硅在提高玉米幼苗耐盐性的同时促进了叶片中Na+的积累。可见,降低Na+含量并不是硅提高植物耐盐性的唯一机理,硅对植物Na+积累的影响可能与基因型、硅吸收能力和胁迫条件有关。尽管关于硅对盐胁迫下Na+吸收和积累调控的生理机制已有较多研究,但对其分子调控机理尚不清楚,相关工作很少。Bosnic 等[15]在玉米中研究发现,硅上调了盐胁迫下根皮层和中柱中ZmSOS1的表达,而抑制了中柱中ZmHKT1的表达。ZmSOS1表达的上调有利于将Na+外排到生长介质,同时有利于Na+的木质部登载,从而促进叶中Na+的积累。本研究发现,硅处理对盐胁迫下黄瓜根和叶的SOS1HKT1表达均无明显影响 (图4),这与黄瓜根系和叶片中Na+浓度不受硅处理影响的结果一致。结果表明,降低Na+积累可能并不是硅缓解黄瓜盐害的主要机制。

        除了减少Na+吸收及向地上部的转运,Na+区隔化也是植物耐盐的重要机制之一[44]。目前有关硅对盐胁迫下植物Na+区隔化影响的研究很少。Liang等[6]报道,硅可提高盐胁迫下大麦根液泡膜H+-ATPase和H+-PPase的活性,暗示硅可能有助于促进Na+向液泡的区隔化分布。最近,Bosnic等[15]首次证实,硅可促进盐胁迫玉米叶片NHX1的表达,促进Na+向液泡内的区隔化。由于硅对不同植物中Na+积累的调控作用不同,该机理需要在不同植物中进行验证。本研究发现,在盐胁迫下,施硅促进了黄瓜叶片NHX1的表达 (图4C),暗示硅可能在促进黄瓜Na+区隔化分布到液泡中起到重要的作用。这一结果在对叶片Na+的亚细胞定位中得到了证实 (图3-BEF):在盐胁迫下,叶绿体中Na+的荧光信号很强,而硅处理后叶绿体中的荧光信号明显减弱。对叶绿体和液泡中的相对荧光强度分析后发现 (图3F),加硅后叶绿体中Na+含量显著下降,而液泡中Na+含量升高。这也是首次在黄瓜中证实,尽管硅并未改变黄瓜叶片的Na+含量,但它可降低叶绿体中的Na+含量、同时促进Na+向液泡内的区隔化。Na+在液泡内的区隔化可缓解其对植株光合器官叶绿体的损伤,从而改善光合作用、促进植物生长。

      • 植物激素在调节植物生长发育中发挥重要的作用,ABA被称为胁迫激素。Lee等[19]和Zhang等[45]分别在大豆和长期盐胁迫 (120 d) 甘草中发现,与对照相比,单独施硅降低了植株的ABA水平。但Kim等[46]发现,单独加硅下水稻ABA的含量与对照相比并无明显变化。本研究发现,施硅使黄瓜叶片的ABA水平升高,但对根系ABA水平没有影响 (图5A)。GAs影响种子的萌发、茎间的伸长、以及花和果实的发育[47];GA3和GA4均有生物学活性,GA4由3β-羟化酶催化合成 (GA3ox),GA3被认为是GA3ox催化过程中的副产物[48]。Hamayun等[49]报道,硅处理对大豆叶片的GA1水平没有影响,但提高了GA4的水平。Lee等[19]报道,硅处理对不同GA的浓度均没有影响。Zhang等[45]发现,施硅使甘草叶片的GA3浓度下降。在本研究中,施硅降低了黄瓜叶片中GA3的水平,提高了GA4水平,但均提高了两者在根系中的浓度 (图5-BC)。硅对叶片中GA3和GA4水平影响不同的原因尚不清楚,可能与其合成前体不同有关,GA3的合成前体是GA20,而GA4是由GA9转化而来[48]。目前关于硅处理对植物生长素和细胞分裂素含量影响的报道很少。Zhang等[45]发现,施硅对甘草叶片IAA浓度没有影响,但提高了细胞分裂素IPA水平。本研究发现,施硅可促进黄瓜叶片IAA水平,但对其根系IAA水平没有影响 (图5D);硅处理使叶片和根系的ZR水平均显著升高,但使IPA水平下降 (图5-EF)。由于IPA的合成前体也可进一步转化为ZR[50],推测本试验中硅处理可能促进了ZR的合成、而抑制了IPA的合成 (图5-EF)。Hamayun等[49]和Kim等[20]报道,硅处理分别提高了大豆叶片和水稻的JA水平。本研究也发现,施硅提高了黄瓜叶片和根系中的JA水平 (图5G)。可见,在非胁迫条件下,硅对激素水平的影响与激素种类有关,同时还具有植物和组织间的差异。硅诱导激素水平变化的作用尚有待探讨。

        在胁迫条件下植物激素水平的变化及作用已有大量报道[51]。然而,目前有关硅对盐胁迫下植物激素水平影响的报道仍然较少。在胁迫条件下,植物体内ABA常大量积累[52]。ABA水平的增加可诱导气孔关闭、减少蒸腾失水,因而有利于植物在胁迫条件下生存[51]。Kim等[20]发现,在盐胁迫下,随着施硅浓度的升高,水稻叶片ABA下降的趋势越明显。在本研究中也发现,硅处理抑制了盐胁迫下叶片ABA水平的升高,但对根系ABA含量没有影响 (图5A)。在胁迫条件下,植物体内ABA水平的上升会诱导H2O2积累、导致NO的产生,从而活化MAPK而上调抗氧化酶基因的表达[53]。Behl和Jeschke[54]发现,外源ABA可促进大麦根细胞中跨液泡膜的Na+内流、提高液泡内Na+含量。Shi和Zhu[55]报道,ABA可上调AtNHX1的表达。在番茄中,ABA对Na+向液泡区隔化的影响尚有待探讨。在本研究中,施硅使胁迫番茄叶片ABA水平的下降可能与植株所受胁迫伤害缓解有关。本研究结果也表明,外源硅对黄瓜ABA水平的影响具有组织间的差异性。在胁迫情况下,GA的合成常被抑制[56]。Zhang等[45]报道,盐胁迫下甘草叶片中GA3水平显著下降,而加硅使其升高。Hamayun等[49]发现,盐胁迫抑制了大豆叶片的GA4水平,硅处理则使其浓度升高。本研究也发现,盐胁迫及硅处理后黄瓜根和叶片中GA3水平的变化与Zhang等[45]的结果类似 (图5B)。但本研究也发现,盐胁迫下黄瓜叶片和根中GA4水平均显著升高;硅处理对胁迫植株叶片的GA4水平没有影响,但进一步促进了根系中GA4的水平 (图5C)。由于GA可提高植物的耐盐性[57],因此,在本试验条件下,硅促进盐胁迫黄瓜幼苗的GA水平可能有利于提高其抗盐性。生长素在植物生长发育中起着重要的作用,并参与盐胁迫响应[58-59]。Zhang等[45]报道,盐胁迫下甘草叶片的IAA含量下降,而硅处理使胁迫植株的IAA含量显著升高。在本研究中,黄瓜根系IAA的变化与Zhang等[45]的结果类似;但盐胁迫使黄瓜叶片的IAA含量升高,硅处理则进一步促进了胁迫植株的IAA水平 (图5D)。在盐胁迫下,硅对黄瓜IAA水平的促进作用可能有利于提高其耐盐性。但IAA缓解植物盐胁迫的机制仍不清楚[60],有待探讨。CTK可减轻盐对植物生长的不利影响,并可延缓植物发育或胁迫诱导的衰老[61]。盐胁迫下CTK的水平往往下降[62]。本研究发现,加硅促进了盐胁迫下黄瓜根和叶中两种CTK(ZR和IPA) 的含量 (图5-EF)。这一结果与硅处理对干旱胁迫下芒果及缺镁条件下玉米上观察的结果一致[63-64]。结果表明,施硅对盐胁迫下黄瓜CTK水平的促进可能在延缓胁迫诱导的衰老、提高植物抗盐性方面起着重要的作用。前人研究发现,盐胁迫可使植物的JA含量增加[65-66]。本研究也发现,与对照相比,单独盐胁迫时叶片的JA含量也显著升高,但根系的JA含量没有变化 (图5G)。在盐胁迫下,硅处理使根的JA含量升高,而叶片的JA含量下降 (图5G)。可见,盐胁迫和硅对JA水平的调控与组织类型有关。研究表明,植物的功能膜与JA的合成相关,而加硅可提高细胞质膜稳定性,在保护质膜免受胁迫过程中起作用[50, 67-69]。水稻受到物理损伤时,硅的施用可显著增强JA信号[49];玉米中施硅促使缺镁植株JA水平上升以保护自身免受病原体攻击[64]。可见,JA水平的升高可能参与了植物的抗逆反应。在本试验中,盐胁迫下叶片JA水平的升高及硅处理提高胁迫植株根系的JA水平可能有利于提高黄瓜的耐盐性,但硅处理降低盐胁迫黄瓜叶片JA含量的原因尚不清楚,有可能与硅处理减轻了黄瓜叶片的盐胁迫伤害有关,但具体原因仍有待探究。

      • 施硅可促进Na+区隔于叶片液泡、缓解盐胁迫下植株的氧化损伤,从而显著改善盐胁迫下黄瓜幼苗的生长。施硅诱导盐胁迫下黄瓜IAA、CTKs和GAs水平的升高,其可能参与了黄瓜耐盐性的调控。

    参考文献 (68)
    WeChat 关注分享

    返回顶部

    目录

      /

      返回文章
      返回